2024, Vol. 44文章信息
- 黄中情, 沈剑, 封吉猛, 杨艳芬, 孙天阳, 熊雨院, 王欣泽
- HUANG Zhongqing, SHEN Jian, FENG Jimeng, YANG Yanfeng, SUN Tianyang, XIONG Yuyuan, WANG Xinze
- 不同浮游植物对17β-雌二醇的去除与降解
- Removal and degradation of 17β-estradiol by different phytoplankton
- 生态学报. 2024, 44(23): 10650-10661
- Acta Ecologica Sinica. 2024, 44(23): 10650-10661
- http://dx.doi.org/10.20103/j.stxb.202402200354
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文章历史
- 收稿日期: 2024-02-20
- 网络出版日期: 2024-08-29
2. 云南洱海湖泊生态系统国家野外科学观测研究站, 大理 671000;
3. 上海交通大学云南(大理)研究院, 大理 671000
2. National Observation and Research Station of Erhai Lake Ecosystem in Yunnan, Dali 671000, China;
3. Yunnan Dali Research Institute of Shanghai Jiao Tong University, Dali 671000, China
甾体雌激素(SEs)如17α-乙炔雌二醇(EE2)、17β-雌二醇(E2β)、雌三醇(E3)和雌酮(E1)等因其强烈的雌激素效应, 影响内源性激素的产生、活性和代谢等干扰人类和动物内分泌系统的正常生理功能的潜在危害而引起了全世界的关注[1—2]。研究发现, 工业生产、医疗和生活废水排放、畜禽养殖、粪便作为肥料的土地施用, 以及农业生态系统的径流均会使得大量的SEs进入生态系统[3, 4]。以往的研究发现欧洲河流中的雌激素浓度范围为0.1—10 ng/L[1]；在美国河流中, SEs浓度范围为0.31—41 ng/L[5], 在中国云南滇池湖泊水体中, E1的浓度达到471 ng/L[6]。即使是低浓度的SEs, 也会破坏水生生物内分泌系统的正常功能[2]。研究表明, 环境雌激素会抑制浮游植物细胞生产光合色素, 破坏细胞氧化平衡, 干扰藻类群落结构和初级生产力[7]。高浓度的SEs还会增加微囊藻毒素和藻类胞外聚合物的释放量, 对水生态系统健康造成威胁[8]。SEs具有较高的生物富集因子, 容易在生物体内蓄积[9], 可通过食物链富集作用影响高营养级生物的觅食效率和丰度, 干扰食物链的结构和功能[10—11]。SEs自身的性质和周围环境直接影响其降解速率, 部分低浓度的SEs的自然降解速率低于较高浓度。研究发现, 浓度范围为10—1000 ng/g的E2β降解速率随初始浓度增加而降低, 10—400 μg/L的E2β降解速率随初始浓度增加而增加[12—13]。因此, 低浓度(ng/L)的SEs对水环境的生态风险不容忽视。
浮游植物分布广泛, 是湖泊生态系统的重要组成部分, 也是水生生态系统中的重要初级生产者和食物链的重要环节, 在水生生态系统的物质循环与能源流动过程中承担重要角色[14]。已有研究发现, 藻类对SEs有强耐受性, 雌二醇(E2)对螺旋鱼腥藻(Anabaena spiroides)的EC50值可达14 mg/L, 远高于湖泊水体的E2值[15]。藻细胞个体小、数量多、比表面积大, 具有良好去除环境中雌激素的潜能[7]。已研究证实, 微藻具有去除和降解类固醇雌激素的能力[16—17], 且微藻对雌激素的降解速率与藻细胞总表面积和藻细胞浓度正相关[18—19]。在250 W高压汞灯照射下, 水环境中EE2基本不发生光降解, 而一定量的小球藻(Chlorella vulgaris)、铜绿微囊藻(Microcytis aeruginasa)和柱孢鱼腥藻(Anabaena cylindrica)促进EE2的光降解率分别达18.9%、17.6%和20.3%[19]。衣藻(Chlamydomonas reinhardtii)对E2和EE2的去除率分别为86%和17%[20]。可见, 浮游植物适用于修复雌激素污染水体。
本研究通过室内模拟实验, 通过调整水体E2β浓度, 考察藻细胞对E2β的生理响应, 以及藻细胞外部溶液中E2β和其代谢产物浓度变化。目的在于：探究E2β对不同种类藻细胞生长的影响规律, 以及不同藻类对E2β的去除与降解代谢的影响, 将为合理利用浮游藻类修复SEs污染的水生态环境提供科学依据。
1 材料与方法 1.1 藻细胞采集与鉴定实验所用藻类采集自洱海(图 1), 洱海(25°36′—25°58′N，100°5′—100°18′E)是中国云南省生态系统脆弱的典型高原淡水湖泊, 洱海流域雌二醇(E2)的产生量为55.97 kg/a[21]。藻类通过200目, 60 μm的浮游植物收集筛网收集。收集后, 用纯净水冲洗几次, 然后用干燥空气曝气。然后将0.1 mL的藻类样品转移到血球计数板中, 用光学显微镜(BX43, Olympus, Japan)进行鉴定和分类。上述过程重复三次, 以减少误差。
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| 图 1 藻类采集点位 Fig. 1 Algae collection points |
跟踪监测了2020年1月至2023年9月洱海藻类群落分布特征和优势种生消演替规律, 共检出浮游植物7门98属, 分别为绿藻门(Chlorophyta)、蓝藻门(Cyanophyta)、硅藻门(Bacillariophyta)、甲藻门(Pyrrophyta)、金藻门(Chrysophyta)、隐藻门(Cryptophyta)和裸藻门(Euglenophyta)。总体上, 洱海湖区藻类群落组成主要以绿藻、蓝藻和硅藻为主, 它们的藻属数约占总藻属数的89.80%。然后从混合藻液中分离出6种常见的优势藻种, 分别为长孢藻(Dolichospermum sp.)、水华束丝藻(Aphanizomenon flos-aquae)、铜绿微囊藻(Microcysis aeruginosa)、盘星藻(Pediastrum sp.)、四尾栅藻(Scenedesmus quadricauda)和直链藻(Melosira sp.), 进行室内模拟试验。
将分离出来的单一藻种转入改良BG-11培养基(表 1), 于室内(25±0.5) ℃进行扩增培养, 设置光照强度为2000 lx, 光暗比为16 h∶8 h, 定时振荡, 每天振荡2—3次, 以模拟真实环境。当各藻种细胞密度达106个/L时, 按照低浓度(10、50、100 ng/L)和高浓度(1000 ng/L)在对应培养瓶中添加E2β标液, 每个处理设置三个平行。并于第1、2、3、4、5、6、7天分别测定藻细胞叶绿素a、最大光合活性(Fv/Fm)、细胞比生长速率和细胞膜通透性。并于暴露试验的第7天测定藻细胞外部溶液中的E2β、E1和E3浓度。
| 试剂 Reagent |
浓度/(mg/L) Concentration |
试剂 Reagent |
浓度/(mg/L) Concentration |
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| 硝酸钠NaNO3 | 1500 | 硼酸H3BO4 | 2.86 | |
| 七水合硫酸镁MgSO4·7H2O | 75 | 四水合氯化锰MnCl·4H2O | 1.81 | |
| 柠檬酸Citric acid | 60 | 硫酸锌ZnSO4 | 0.22 | |
| 柠檬酸铁铵Fe(NH4)C6H5O7·4H2O | 60 | 钼酸钠Na2MoO4 | 0.39 | |
| 乙二胺四乙酸二钠Na2EDTA | 1 | 五水合硫酸铜CuSO4·5H2O | 0.079 | |
| 二水合氯化钙CaCl2·2H2O | 36 | 六水合硝酸钴Co(NO3)2·6H2O | 0.049 | |
| 磷酸氢二钾, 三水K2HPO4·3H2O | 40 | 硅酸钠Na2SiO4 | 30 | |
| 碳酸钠Na2CO3 | 20 |
固相萃取-酸催化解离-气相色谱质谱联用(SPE-GC/MS, 德国Thermo Fisher Scientific公司), 固相萃取柱(CNW HC-C18 SPE, 中国上海安普公司), 自动进样器(TriPlusRSH, 中国赛默飞公司), 固相萃取装置(SBAB-57044, 中国上海安谱公司), 氮吹仪(ND100-1, 中国杭州瑞诚公司)。
标准品雌酮3-硫酸钠(E1-3S, C18H21NaO5S)、17β-雌二醇3-(β-D-葡萄苷酸)钠盐(E2-3G, C24H32O8)(分析纯, 加拿大TLC公司), 标准品雌酮3-(β-D-葡萄苷酸)钠盐(E1-3G, C24H29NaO8)、17β-雌二醇3-硫酸钠盐(E2-3S, C18H23NaO5S)、雌三醇-3-O-β-D葡萄苷酸钠盐(E3-3G, C24H32O9﹒Na)(分析纯, 中国上海赛可锐生物公司)。标准品雌酮(E1, C18H22O2, 分析纯)、17α-雌二醇(E2α, C18H24O2, 分析纯)、17β-雌二醇(E2β, C18H24O2, 分析纯)、雌三醇(E3, C18H24O3, 分析纯)、及内标物灭蚁灵(Mirex, C10Cl12, 色谱纯)和无水吡啶(优级纯, 中国阿拉丁试剂公司)。
1.3.2 测定方法(1) 藻细胞叶绿素a、最大光合活性、比生长速率和细胞膜通透性的测定
藻细胞叶绿素a和最大光合活性(Fv/Fm)用浮游植物荧光仪(PHYTO-PAM-Ⅱ, 德国瓦尔茨仪器公司；检测限值=0.2 μg/L Chl)进行测量[22]。
藻细胞比生长速率用紫外分光光度计测定690 nm下的波长, 按照公式(1)计算:
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(1) |
式中, OD690nm, t0为第一天的光密度, OD690nm, t为选定一天的光密度。
细胞膜通透性用相对电导率计算, 取适量藻液于烧杯中, 用电导率仪测定电导率, 记为R1, 然后将烧杯置于水浴锅中, 沸水浴20 min, 冷却至室温后再次测定藻液电导率, 为总电导率, 记为R2。用公式(2)计算[23]:
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(2) |
(2) 水质样品预处理及SPE-GC/MS分析
本研究采用固相萃取-酸催化解离-气相色谱质谱联用法(SPE-GC/MS, TRACE 1300-ISQ Series Quadrupole气相色谱质谱联用仪, 中国赛默飞公司)测定E2β、E1和E3。将适量藻液置于10 mL离心管, 于5000 g, 4 ℃离心8 min分离藻细胞(台式高速冷冻离心机, HC-2062), 取上清液, 于0.45 μm滤膜过滤, 然后用固相萃取柱进行水质样品的固相萃取, 并使用20 mL浓度为5 mmol/L的三乙醇胺甲醇溶液对萃取柱中富集的类固醇雌激素进行洗脱。然后将洗脱液在40 ℃条件下通入温和高纯氮气吹至干燥, 加入1 mL配置好的酸催化试剂, 玻璃管盖好, 摇匀, 放入保持恒定温度的烘箱中反应一定时间(G态：反应温度80 ℃, 反应时间240 min；S态：反应温度55 ℃, 反应时间20 min), 待反应结束后玻璃管冷却至室温。继续在经酸催化解离后的溶液中加入1 L超纯水, 再次进行固相萃取, 将洗脱液在40 ℃条件下通入温和高纯氮气吹至干燥, 加入80 μL的N, O-双(三甲基硅)三氟乙酰胺试剂(含1%质量分数的三甲基氯硅烷)和50 μL的无水吡啶溶液, 在微波315 W条件下衍生化加热4 min, 冷却至室温后, 再次在40 ℃条件下用氮气吹干, 立即加入400 μL浓度为1 mg/L的内标物灭蚁灵溶解类固醇雌激素, 然后转入2 mL进样瓶进行SPE-GC/MS分析测定[19]。
SPE-GC/MS分析方法为：采用恒流模式, 以纯度99.999%的氦气为载气, 流速为1.0 mL/min, 不分流进样, 采用全扫描模式(SCAN)定性。使用Xcalibur软件进行定性分析确定目标物、标准替代物及内标物所对应的标准谱图以及保留时间, 选择3—4个相对丰度较强、分子量较大的碎片离子作为定性离子。选择离子扫描模式(SIM)对丰度最强且与其他物质特征的离子进行定量, 以各目标物的定量离子峰与内标物的定量离子峰的峰面积比值为纵坐标, 以各目标物自由态浓度为横坐标进行线性回归分析, 得到目标物衍生化产物的线性回归方程, 计算分析得出目标物的浓度[21]。
各藻种对E2β的去除率按公式(3)进行计算:
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(3) |
式中, C0为E2β的初始质量浓度, 单位为ng/L；Ct为任意某一时刻E2β的质量浓度, 单位为ng/L。
1.4 数据分析使用Microsoft © Excel 17.0软件对数据进行分析与处理。考虑显著性阈值始终设置为5%, 通过方差分析(ANOVA)评估平均浓度值之间差异的显著性。采用SPSS 20.0 (IBM Corp., Armonk, NY, USA)对方差分析的正态性和齐性假设进行检验, 均值差异采用t检验方法。使用Origin Pro 2020软件(Origin Lab Corporation, Northampton, MA, USA)绘制图形。
2 结果与分析 2.1 叶绿素a和光合活性变化与对照组相比, 低浓度的E2β明显促进水华束丝藻、铜绿微囊藻、盘星藻和四尾栅藻叶绿素含量增加(P＜0.05), 高浓度(1000 ng/L)则呈现明显抑制作用(图 2)。随暴露时间延长, E2β显著促进直链藻叶绿素a含量增加(P＜0.05)。四种试验浓度的E2β暴露条件下, 长孢藻光合活性波动变化, 水华束丝藻、铜绿微囊藻、盘星藻和四尾栅藻的光合活性变化均不明显(P>0.05)。10 ng/L的E2β抑制直链藻的光合活性, 而高浓度E2β暴露体系中, 直链藻光合活性较为稳定(图 3)。
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| 图 2 17β-雌二醇(E2β) 暴露条件下藻细胞叶绿素a变化 Fig. 2 Changes of chlorophyll a in algal cells under E2β exposure 数据以平均值±标准差的形式表示, 小写字母不同表示As(T)差异显著(P＜0.05) |
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| 图 3 E2β暴露条件下藻细胞光合活性变化 Fig. 3 Changes in photosynthetic activity of algal cells under E2β exposure |
暴露培养前期(1—3 d), 直链藻细胞比生长速率的明显高于其他5藻类(P＜0.05), 四尾栅藻细胞比生长速率显著低于其他藻类(P＜0.05)。第5—6天, E2β暴露条件下, 水华束丝藻、铜绿微囊藻、直链藻细胞比生长速率均表现为负生长, 暴露后期, 6种藻类的生长速率均出现缓慢升高的变化(图 4)。10和50 ng/L的E2β暴露条件下, 第2—5天, 长孢藻细胞膜通透性明显高于其他藻类(P＜0.05)；第4—7天, 10、100和1000 ng/L的E2β暴露使得四尾栅藻细胞膜通透性明显高于其他5种藻类。而E2β暴露条件下, 水华束丝藻、铜绿微囊藻、盘星藻和直链藻细胞膜的通透性波动幅度较小, 且水华束丝藻、铜绿微囊藻细胞膜通透性低于其他藻类(图 5)。
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| 图 4 E2β暴露条件下藻细胞比生长速率变化 Fig. 4 Changes in growth rate of algal cell under E2β exposure |
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| 图 5 E2β暴露条件下藻细胞膜通透性变化 Fig. 5 Changes in membrane permeability of algal cells under E2β exposure |
暴露培养的第7天, 在不存在藻细胞的10、50、100和1000 ng/L的E2β暴露体系中检测到E2β的浓度分别为4.69、19.48、31.97和410.03 ng/L(表 2)。与对照组相比, 藻细胞对外部溶液中的E2β具有明显的去除率。铜绿微囊藻对低浓度10和50 ng/L的E2β的去除率分别为88%和93%, 明显高于其他5种藻类(P＜0.05), 盘星藻对50和100 ng/L的E2β去除率分别为86和89%, 水华束丝藻、四尾栅藻和直链藻对1000 ng/L的E2β去除率高于其他藻类, 直链藻和四尾栅藻对10、50、100和1000 ng/L的E2β的去除率均大于80%(图 6)。
| 浓度 Concentration |
对照组 control group |
长孢藻 Dolichosper-mum sp. |
水华束丝藻 Aphanizomen-on flos-aquae |
铜绿微囊藻 Microcysis aeruginosa |
盘星藻 Pediastrum sp. |
四尾栅藻 Scenedesmus quadricauda |
直链藻 Melosira sp. |
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| 10ng/L | E2β | 4.69 | 2.61 | 2.30 | 1.20 | 2.80 | 2.02 | 1.80 |
| E1 | 0.10 | 1.91 | 1.38 | 0.69 | 0.93 | 0.39 | 0.77 | |
| E3 | 0.25 | 1.85 | 0.92 | 1.14 | 1.45 | 0.56 | 0.77 | |
| 50ng/L | E2β | 19.48 | 17.50 | 12.49 | 3.51 | 7.02 | 5.53 | 5.49 |
| E1 | 1.95 | 2.39 | 2.57 | 1.69 | 1.95 | 4.06 | 1.77 | |
| E3 | 6.40 | 19.89 | 21.67 | 7.80 | 10.53 | 8.85 | 10.45 | |
| 100ng/L | E2β | 31.97 | 27.01 | 23.98 | 25.13 | 10.87 | 16.95 | 16.00 |
| E1 | 3.20 | 3.68 | 4.94 | 12.10 | 3.02 | 12.43 | 7.62 | |
| E3 | 10.50 | 30.69 | 41.61 | 55.84 | 16.31 | 27.12 | 52.57 | |
| 1000ng/L | E2β | 410.03 | 250.14 | 110.02 | 290.35 | 300.10 | 179.97 | 160.32 |
| E1 | 35.65 | 53.22 | 61.12 | 40.05 | 51.94 | 59.99 | 41.82 | |
| E3 | 148.56 | 228.85 | 137.53 | 170.21 | 225.08 | 159.97 | 146.38 | |
| E2β: 17β-雌二醇; E3: 雌三醇; E1: 雌酮 | ||||||||
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| 图 6 不同种类藻细胞对外部溶液中E2β的去除效率 Fig. 6 Removal efficiency of E2β from different species of algal cells in external solution |
暴露培养6 d后, 在6种藻细胞外部溶液中检测到E1、E2β和E3三种物质, 且藻细胞外部的E3占比均明显高于E1(P＜0.05)。与对照组相比, 藻细胞显著促进E2β的降解代谢作用(P＜0.05)。相较于其他藻类, 铜绿微囊藻对10和50 ng/L的E2β降解代谢的促进作用最强, 细胞外部溶液中E2β占比分别降至27%和22%。100 ng/L的E2β暴露体系中, 盘星藻细胞外部溶液中E1和E3的总占比较其他藻类高, 达78%。6种藻类对高浓度1000 ng/L的E2β的降解代谢作用弱于50和100 ng/L的E2β暴露体系, 但相较于其他藻类, 水华束丝藻、四尾栅藻和直链藻对1000 ng/L的E2β的降解作用明显强于其他藻类(P＜0.05；图 7)。
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| 图 7 藻细胞外部溶液中E2β、E1和E3浓度占比变化 Fig. 7 Changes in the proportion of E2β, E1, and E3 concentrations in the external solution of algal cells |
许多研究表明, 类似于抗生素和微塑料等其他新兴污染物[24—25], 低浓度的SEs可被微藻吸收为营养源, 并促进藻细胞生长[20, 26]。当SEs浓度过高时, 细胞会发生氧化损伤, 其修复和保护功能可能被破坏, 从而影响细胞生长, 甚至可能导致藻细胞的死亡[19]。研究发现, 随着EE2浓度(100和1000 ng/L)的增加, 其对微藻生长的抑制作用增强[20, 27]。由于不同微藻的细胞结构、大小、生长周期、生物活性、营养特性和适宜的培养特性不同[28], 不同微藻对SEs的的响应存在显著差异[29—30]。研究发现, 双酚A(BPA)促进微藻光合作用[31], 本研究中, E2β对水华束丝藻、铜绿微囊藻、盘星藻和四尾栅藻的叶绿素a含量、光合活性表现出“低促高抑”作用, 说明低浓度的E2β刺激藻细胞的光合作用[30, 32]。E2β对直链藻叶绿素a含量表现出“低抑高促”的影响, 与高浓度SEs促进海洋硅藻(Chaetoceros gracilis)生长的研究结果相似[33]。
藻细胞生长速率可反应环境雌激素(EEs)对藻细胞生长的影响[23], 暴露前期, 直链藻细胞比生长速率明显高于其他5种藻类, 说明直链藻对高浓度E2β具有较强的耐受性[33]。暴露中期, 水华束丝藻、铜绿微囊藻、直链藻细胞比生长速率表现为负生长, 初始细胞部分死亡[34]。随暴露时间延长, 6种藻类的生长速率均出现缓慢升高的变化, 或可解释为暴露培养过程中部分E2β被藻细胞去除与降解代谢, 从而减弱了E2β对藻细胞的迫害作用[35—36]。藻细胞的细胞膜是细胞与外界进行物质交换的重要通道[27, 37], 当藻细胞受环境因素迫害时, 细胞膜会受到损伤, 细胞膜稳定性下降, 表现出流动性增强、选择透过性功能降低等反应[38—39], 故通常将细胞膜的通透性作为衡量细胞膜损伤的重要指标[40]。研究发现, E2β暴露条件下, 长孢藻和四尾栅藻细胞膜通透性增加, 水华束丝藻、铜绿微囊藻、盘星藻和直链藻细胞膜的通透性波动幅度较小, 说明试验浓度的E2β对长孢藻和四尾栅藻造成损害, 而其他藻类受到E2β的迫害作用较小, 细胞膜受到的损伤小, 膜功能相对较稳定[41]。
3.2 藻细胞对E2β的去除与降解微藻对SEs的作用主要包括吸附、生物富集、生物降解、生物转化以及促进SEs光催化降解, 这些过程通常可以降低水中SEs的浓度[27, 42]。研究发现, 微藻通过光合作用增加水中溶解氧, 有效提高SEs的降解速率, 从而促进SEs的非生物光降解[43]；多糖、蛋白质和脂质等藻类分泌物, 也可能在光降解中发挥作用[42, 44]。Liu等研究发现, 淡水微藻(Raphidocelis subcapitata)对E2β和己烯雌酚(DES)的去除率分别达到82%和89.9%[45], Ruksrithong等研究结果表明, 小球藻(Chlorella vulgaris)对E1和E2的去除率达到52%和99%, 斜小球藻(Scenedesmus obliquus)分别能去除91%和99%的E1和E2[46]。本研究中, 长孢藻、水华束丝藻、铜绿微囊藻、盘星藻、四尾栅藻和直链藻6种藻细胞对暴露试验浓度的E2β均具有一定的去除能力。与对照组相比, 铜绿微囊藻、四尾栅藻和直链藻存在条件下, 50 ng/L的E2β暴露体系中E2β的去除率分别提高了32%、28%和28%；水华束丝藻使得高浓度(1000 ng/L) E2β的去除率提高了30%。
E1、E2和E3都是人和动物体内产生的天然雌激素, 其中, E2是初级代谢产物, 并具有最高的雌激素活性, E1为次级代谢产物, E3被认为是终极代谢产物, 雌激素活性最低, E1、E2和E3在明暗条件下可以相互转化[47—49]。因此, 或可将E2降解为E1和E3的过程认为是一个降低E2活性迫害作用的解毒过程[50]。本研究中, 在藻细胞外部溶液中检测到E1、E2β和E3三种物质, 且与对照组相比, 藻细胞显著促进藻细胞外部溶液中E1和E3含量占比, 说明藻细胞强化了E2β在环境中降解代谢作用, 使得活性高、危害性大的E2β降解代谢为活性较小的E1和E3, 降低了水环境中E2β的生态风险[48—49]。Ma等研究表明, 未存在微藻的条件下, 低浓度SEs的自然降解率低于高浓度[12—13]。但本研究发现, 铜绿微囊藻对50和100 ng/L的E2β的降解率达到73%, 直链藻对100 ng/L的E2β的降解率达到79%, 说明藻细胞强化了低浓度E2β的降解速率, 这与E2β的初始暴露浓度越高, 藻细胞对E2β的生物降解性越低的研究结果类似[51]。
由于不同浮游藻类细胞具有不同的形态和生理特征, 其对E2β去除能力也存在差异[47]。研究发现, 铜绿微囊藻对10和50 ng/L的E2β的去除率达到88%和93%, 降解率达到60%和73%, 明显高于其他5种藻类, 且低浓度的E2β对铜绿微囊藻的生长表现出促进作用, 说明铜绿微囊藻可作为修复低浓度E2β污染水体的优势藻种。盘星藻对50和100 ng/L的E2β具有较高的去除率和降解代谢能力, 适用于修复中浓度E2β污染水体。相较于10 ng/L的E2β暴露体系, 水华束丝藻和四尾栅藻对50、100和1000 ng/L的E2β的去除率和降解作用较高, 但1000 ng/L的E2β暴露对水华束丝藻和四尾栅藻的生长表现出抑制作用, 说明水华束丝藻和四尾栅藻更适用于修复50和100 ng/L的E2β污染水体。直链藻对50、100 ng/L和1000 ng/L的E2β的去除率达到84%—89%, 降解率为54—59%, 但E2β对直链藻生长表现出“低抑高促”作用, 表明直链藻是修复高浓度E2β污染的优势藻种。弄清不同藻类对E2β的去除率和降解效率, 将为合理利用浮游植物修复E2β污染水体和构建健康水生态系统提供重要的科学依据。
4 结论将长孢藻、水华束丝藻、铜绿微囊藻、盘星藻、四尾栅藻和直链藻, 6种洱海常见优势浮游植物用于修复10、50、100和1000 ng/L的E2β污染水体, 发现不同浮游藻类对E2β的生理响应存在明显差异。低浓度的E2β促进水华束丝藻、铜绿微囊藻、盘星藻和四尾栅藻的光合作用和比生长速率, 高浓度则表现出抑制作用, 而E2β对直链藻生长呈现“低抑高促”的影响。藻细胞对暴露试验浓度的E2β具有较强的去除能力, 强化了E2β的降解代谢作用, 促进活性高、危害性大的E2β降解为活性较小的E1和E3, 降低了水环境中E2β的生态风险。相较于其他藻类, 长孢藻对E2β的耐受性较弱, 不适用于修复E2β污染水体。铜绿微囊藻可用于修复10和50 ng/L的E2β污染水体, 水华束丝藻、盘星藻和四尾栅藻适用于修复50和100 ng/L的E2β污染水体, 直链藻是修复较高浓度E2β污染水体的优势藻种。
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