2017, Vol. 37文章信息
- 胡敏杰, 邹芳芳, 任鹏, 黄佳芳, 李冬冬, 仝川
- HU Minjie, ZOU Fangfang, REN Peng, HUANG Jiafang, LI Dongdong, TONG Chuan.
- 闽江河口湿地土壤CH4产生与氧化速率对外源氮、硫添加的响应
- Effects of nitrogen and sulfate additions on methane production and oxidation in the Min River estuarine marsh
- 生态学报[J]. 2017, 37(1): 167-176
- Acta Ecologica Sinica[J]. 2017, 37(1): 167-176
- http://dx.doi.org/10.5846/stxb201605030834
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文章历史
- 收稿日期: 2016-05-03
- 修订日期: 2016-08-25
2. 福建师范大学亚热带湿地研究中心, 福州 350007;
3. 福建农林大学安溪茶学院, 福州 350002;
4. 福建师范大学湿润亚热带生态地理-过程教育部重点实验室, 福州 350007
2. Research Centre of Wetlands in Subtropical Region, Fujian Normal University, Fuzhou 350007, China;
3. School of Tea, Fujian Agriculture and Forestry University, Fuzhou 350002, China;
4. Key Laboratory of Humid Sub-tropical Eco-geographical Process of the Ministry of Education, Fujian Normal University, Fuzhou 350007, China
CH4作为重要的温室气体, 其在100年时间尺度上的增温效应是CO2的34倍, 自1750年以来, 其浓度增加了105%, 达到了1803×10-9[1]。研究已证实, 土壤是CH4最重要的“源”或“汇”[2], 源/汇功能的转换主要取决于厌氧环境下CH4产生菌产生的CH4和好氧环境下CH4氧化菌吸收的CH4间的平衡[3], 土壤环境条件的微小变化都会引起CH4产生、氧化过程的显著变化。自工业革命以来, 人类活动已显著改变了全球氮、硫循环[4-5]。尤其是我国氮、硫沉降不断增强, 已成为继欧美之后世界第3大氮、硫沉降区[6-7]。探讨CH4产生、氧化过程及其对外源氮、硫添加的响应, 对于估算和揭示全球变化背景下生态系统CH4排放及其关键机制具有重要意义。
湿地是地球陆地表面碳密度最高的生态系统, CH4是湿地土壤碳输出的重要途径, 土壤碳循环过程的微小改变都将会对CH4代谢过程产生显著影响[8]。外源氮、硫添加是影响CH4代谢过程的关键因素之一[9]。目前, 关于氮输入对湿地CH4代谢过程影响的研究已有很多, 主要集中在水稻田、泥炭地以及河口湿地等生态系统, 研究结论存在促进、抑制和影响不显著等情况[9]。Bodelier等[10]发现, 尿素施加促进了水稻田根际土壤CH4氧化；Kravchenko[11]发现, 硝态氮(NO3--N)和亚硝态氮(NO2--N)添加显著抑制了北方泥炭湿地CH4氧化, 铵态氮(NH4+-N)的抑制作用不明显。姜欢欢等[12]在黄河口滨海湿地发现, NH4+-N添加促进了碱蓬盐沼土壤CH4产生, NO3--N添加则相反。Aronson等发现[13], 在森林沼泽施加NH4NO3增加了土壤中产CH4菌活性, 从而促进CH4产生。由此可知, 氮输入对CH4代谢过程的影响具有明显的不确定性, 尤其是不同的氮输入类型、剂量以及生态系统类型间的影响差异显著。目前, 关于硫添加对于湿地土壤CH4排放的影响研究主要集中在模拟SO42-输入对于北方泥炭湿地和水稻田CH4排放通量的影响[5, 9], 研究结果均表明SO42-输入对CH4排放通量具有较明显的抑制作用。这主要是因为, 与CH4产生相同, 硫酸盐还原同样是厌氧环境下有机底物碳矿化的一个重要终端过程, 并且硫酸盐还原菌(SRB)与醋酸和H2等底物的亲和力更好, 从而在底物竞争中战胜CH4产生过程, 抑制CH4产生[9]。目前, 关于氮添加对湿地CH4代谢过程的影响研究已较多, 但结论存在明显分歧；而有关硫添加的影响研究主要集中在水稻田和泥炭湿地, 并且主要集中在CH4产生的研究上, 对于滨海潮汐湿地及其CH4氧化研究还未见报道。此外, 关于氮、硫耦合作用对天然湿地CH4代谢过程的研究还鲜有报道, 相关研究对于氮、硫输入日益增加背景下CH4代谢过程及其通量估算具有重要意义。
滨海河口湿地处于海陆交互地带, 是对全球变化和人类活动响应敏感的生态系统[14]。作为陆源营养物质进入滨海的最后一道生态屏障, 河口沼泽湿地在营养物入海之前可吸纳大量的氮、硫等物质, 从而扮演着一个十分重要的缓冲带角色。近年来, 由于人类活动强度的不断提升导致沿海流域向受纳河口输出的氮、硫通量不断增加。入海河口区氮、硫负荷增强已成为改变河口/滨海湿地生态系统最重要的因素之一[15-16], 氮、硫负荷增强对河口沼泽湿地生物地球化学循环的影响研究也成为当前全球环境研究的热点[17-18]。闽江地处中亚热带与南亚热带过渡区, 是我国重要入海河流之一。闽江口鳝鱼滩湿地是闽江流域最大的自然湿地, 承接着来自中上游排放以及潮汐携带的大量含氮、硫物质。研究土壤CH4代谢过程对于这种高氮、硫, 尤其是不同形态氮、硫添加的响应, 对于认识河口湿地土壤碳氮循环过程及其对环境变化的响应具有重要意义。
1 材料与方法 1.1 研究区概况闽江河口鳝鱼滩湿地是福建省闽江河口湿地自然保护区内面积最大的自然湿地(26°00′36″-26°03′42″N, 119°34′12″-119°40′40″E)。该区气候属亚热带海洋性季风气候, 温暖湿润。潮汐属典型半日潮, 是典型的开放式感潮河口。土壤以滨海盐土为主[17]。芦苇(Phragmites australis)、短叶茳芏(Cyperus malaccensis var.brevifolius)和藨草(Scirpus triqueter)是该区的土著优势植物, 相互之间呈斑块状镶嵌分布。本研究在鳝鱼滩湿地西侧高潮滩短叶茳芏湿地选择一个典型样区进行土样采集, 其基本理化性质见表 1。
| 土层 Soil layer/cm | pH | 电导率 Electrical conductivity/ (mS/cm) | 含水率 Moisture/% | 全碳 Total carbon/ (g/kg) | 可溶性有机碳 Dissolved organic carbon/ (mg/kg) | 全氮 Total nitrogen/ (g/kg) | 铵态氮 Ammonium nitrogen/ (mg/kg) | 硝态氮 Nitrate nitrogen/ (mg/kg) |
| 0-15 | 6.65±0.01 | 2.01±0.12 | 61.17±5.99 | 25.47±0.04 | 207.13±0.71 | 2.46±0.01 | 15.40±0.03 | 0.56±0.05 |
| 表中数值为均值±标准误差；原位土样采集时间为2015年7月；n=10 | ||||||||
2015年7月, 在闽江河口鳝鱼滩短叶茳芏潮汐湿地采用多点混合的方法, 多点采集0-15cm土层土壤, 去除表层腐质层后混合在一起。将采集的土样用自封袋密封带回实验室, 自然风干后剔除根系和砂砾, 分别过10目和100目筛, 一部分用于测定土壤基本理化指标(作为背景值), 另一部分用于培养实验。
选定的氮、硫形态为氯化铵(NH4Cl)、硝酸钾(KNO3)、硝酸铵(NH4NO3)、硫酸钾(K2SO4)。为了评估未来氮、硫负荷日益增强对CH4通量的影响, 本研究结合国内外同类研究[19-20]以及闽江河口区实际氮、硫沉降量(7.9 g N m-2 a-1和8.6 g S m-2·a-1), 按照偏高标准进行氮、硫添加。其中N添加设置3个类型, 分别为500(NH4Cl：N1), 500(KNO3：N2), 500(NH4NO3：N3)μg N g-1.d.w.s；S添加设置1个类型, 500(K2SO4：S)μg S g-1.d.w.s；NS耦合添加设置3个类型, 分别为500(NH4Cl+K2SO4：NS1)、500(KNO3+K2SO4：NS2)、500(NH4NO3+K2SO4：NS3)μg N/S g-1.d.w.s, 氮、硫耦合添加按1:1配比；另设一个对照处理组(CK), 共计8个处理, 每个处理3个重复。
1.3 室内培养与测定实验室厌氧培养法是目前最为普遍的CH4产生速率测定方法。为使本底均质, 本研究采用干土配置泥浆的方法进行培养实验。称取过10目筛土样20 g放入到200 mL玻璃培养瓶中, 按原位土壤实际含水率(表 1)1次分别添加不同类型含氮、硫溶液到培养瓶内(添加量见1.2节), 使用磁力搅拌器使样品混合均匀成泥浆状, 对照则添加同等容量的蒸馏水。在培养实验开始前, 将上述培养瓶在培养温度下预培养1 d。预培养结束后, 将培养瓶用硅橡胶塞密封, 并提前在硅橡胶塞中间打2个孔, 插入玻璃管, 1根长度以接近泥浆表层为宜(不要插入泥浆), 作为氮气(N2)进口；另1根较短, 稍稍插入培养瓶即可, 作为CH4出口和气体取样口。然后用纯N2(99.99%)通过上述N2进口玻璃管对培养瓶进行冲洗8-10 min)直至厌氧状态[21], 立即测定CH4浓度作为其初始浓度。然后, 在采样地夏季平均温度下(28.5℃)室内培养21 d, 期间每天用气密针从培养瓶顶部抽取气样(每次2 mL气体), 每3d算作一个通量, 共7个通量[22]。每次抽气前, 用力摇晃培养瓶30 s, 使瓶内CH4浓度平衡。使用气相色谱(Shimadzu GC-2010, Japan)测定CH4气体浓度。由于连续培养可能产生较高浓度的CH4, 因此培养期间分成几个时间段进行, 每3d算作一个阶段, 每阶段结束后重新进行N2冲洗。
CH4氧化速率测定主要采用有氧氧化的方法进行。前期操作同上述CH4产生速率测定。不同的是, 预培养结束后, 将培养瓶用硅橡胶塞密封, 随后通过长玻璃管向瓶内注入2 mL纯CH4, 立即测定CH4浓度作为其初始浓度。在采样平均温度下(28.5℃)培养21 d, 期间每天用气密针从培养瓶顶部抽取气样(每次2 mL气体), 每3d算作一个通量, 共7个通量[22]。每次抽气前, 用力摇晃培养瓶30 s, 使瓶内CH4浓度平衡。使用气相色谱(Shimadzu GC-2010, Japan)测定CH4气体浓度。由于连续培养可能使培养瓶内气压失衡, 因此培养期间分成几个时间段进行, 每3d算作一个阶段, 每阶段结束后重新向培养瓶内注入纯CH4继续培养。
1.4 土壤理化指标测定背景土壤指标中, 土壤pH采用IQ150便携式pH仪(IQ Scientific Instruments, USA)测定；土温、电导率(EC)采用2265FS便携式电导/温度计(Spectrum Technologies Inc, USA)测定；含水率用烘干法测定。土壤全碳(TC)、全氮(TN)使用碳氮元素分析仪测定(vario MAX, 德国), 无机氮经2mol/L KCl浸提后使用连续流动分析仪(Skalar San++, 荷兰)测定。
整个培养期结束后, 将一部分样品加去离子水至水土比5:1, 25℃振荡半小时后离心, 取上清液过0.22μm滤膜, 测定溶液中可溶性有机碳(DOC)、SO42-和Cl-含量, 其中土壤DOC使用TOC-VCPH总有机碳分析仪(Shimadzu, Japan)测定, SO42-和Cl-使用ICS-2100离子色谱仪(DIONEX, USA)测定；另一部分样品则使用KCl浸提的方法, 使用连续流动分析仪测定无机氮含量。
1.5 数据处理与分析利用EXCEL 2007、SPSS17.0对数据进行分析处理, 利用Origin8.0对数据作图。CH4产生/氧化速率增长百分率是指以对照处理为基准, 观察氮、硫添加处理下的CH4产生/氧化速率较对照处理的增长百分比(%), 百分比为正值即为正增长, 反之为负增长。
2 结果 2.1 土壤CH4产生速率氮、硫添加对闽江河口湿地土壤CH4产生速率的影响随时间变化存在差异(图 1)。与CK相比, N1和N3处理在各培养阶段均显著促进了土壤CH4产生速率(P < 0.05), 均值较CK分别提高了136.70%和136.55%；NS1和NS3处理在培养第3、6、12、15和第18天均显著促进了CH4产生速率(P < 0.05)。N2和S处理组在不同培养时间影响均不显著(P>0.05)；NS2处理除在第21天外(P < 0.05), 其他时间影响均不显著(P>0.05)。
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| 图 1 氮、硫添加对闽江河口湿地土壤CH4产生速率的影响及其增长百分率 Fig. 1 Effects of nitrogen and sulfate addition on CH4 production rate and the growth percentage |
整体而言, 不同添加处理并没有显著改变湿地土壤CH4产生速率的时间变化趋势, 不同添加处理下土壤CH4产生速率均表现为随培养时间先逐渐增加而后逐渐降低的变化规律(图 1), 高峰值均发生在培养第12和第15天。不同时间尺度上, 不同添加处理对CH4产生速率的最大促进作用均发生在培养前3天, 并且影响随着培养时间的增加而逐渐减小, 直至无影响(图 1)。第9-15天各处理对土壤CH4产生速率的促进作用趋于平稳, 但第18天N1、N3、NS1和NS3处理的促进作用又出现一个峰值, 到第21天各处理基本无影响(图 1)。
2.2 土壤CH4氧化速率整个培养期间, 氮、硫添加对土壤CH4氧化速率的影响存在促进、抑制和影响不显著等情况(图 2)。与CK相比, N2、N3、NS2和NS3处理均显著促进了土壤CH4氧化速率(P < 0.05), 平均CH4氧化速率较CK分别提高了145.30%、142.93%、139.48%和112.68%；N1和S处理在不同培养时间对CH4氧化均具有抑制作用, 平均抑制率分别为16.54%和20.99%, 但未达到显著性水平(P>0.05)。NS1处理组对CH4氧化速率的影响存在促进-抑制的交替变化特征, 以促进作用为主, 但均未达到显著性水平(P>0.05)。
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| 图 2 氮、硫添加对闽江河口湿地土壤CH4氧化速率的影响及其增长百分率 Fig. 2 Effects of nitrogen and sulfate addition on CH4 oxidation rate and the growth percentage |
整体而言, 不同添加处理并没有显著改变湿地土壤CH4氧化速率的时间变化趋势, 不同添加处理下土壤CH4氧化速率均表现为随培养时间先增加而后逐渐降低的变化规律(图 2), 第12天后变化趋于平缓, 最大值均发生在培养第3天。不同时间尺度上, 各添加处理对CH4氧化速率的影响呈多峰值的特征, 低峰值出现在第15天, 具有明显的波动变化特征(图 2)。
2.3 湿地土壤理化性质及其与CH4产生、氧化速率间的相关关系培养实验后(图 3), 土壤NH4+-N含量在N1、N3、NS1和NS3处理下, NO3--N含量在N2、N3、NS2和NS3处理下, SO42-含量在S、NS1、NS2和NS3处理下均显著高于对照处理(P < 0.05)。土壤DOC、EC和pH含量在不同处理间均不存在显著差异(P>0.05)。其中, 氮、硫添加处理下土壤pH均低于CK处理, 使土壤呈弱酸性。
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| 图 3 氮、硫添加对河口湿地土壤理化性质的影响 Fig. 3 Soil physical and chemical properties after different nitrogen and sulfate treatments 图中数值为均值±标准误差(n=3) |
相关分析显示(表 2), 氮、硫添加处理下, 河口湿地土壤CH4产生速率与DOC、NH4+-N含量存在显著或极显著正相关关系(P < 0.01或P < 0.05)。CH4氧化速率与NO3--N存在极显著正相关关系(P < 0.01)。
| 速率 Rates | 可溶性有机碳 Dissolved organic carbon | 铵态氮 Ammonium nitrogen | 硝态氮 Nitrate nitrogen | 硫酸盐 Sulfate | pH | 电导率 Electrical conductivity |
| CH4产生速率 CH4 production rate | 0.621** | 0.574* | 0.219 | -0.467 | -0. 308 | -0.293 |
| CH4氧化速率 CH4 oxidation rate | 0.396 | 0.135 | 0.609** | 0.258 | -0.179 | 0.246 |
| *和**分别表示在0.05和0.01水平上显著相关 | ||||||
本研究中, 各形态的氮、硫添加处理对湿地土壤CH4产生速率的影响不尽一致, 但基本表现为NH4+-N添加促进了CH4产生(P < 0.05), NO3--N和SO42-添加对CH4产生存在抑制或基本无影响(P>0.05), NS耦合添加的影响主要受氮形态的控制(图 1, 表 2)。厌氧条件下, NH4+-N对土壤CH4产生的促进作用是因为NH4+-N是CH4产生菌的主要氮源, NH4+-N的添加为CH4产生菌提供了足够的氮底物, 增强了CH4产生菌的丰度与活性[23], 从而促进了CH4产生速率。此外, 相对于NO3--N而言, 微生物吸收和利用NH4+-N所需消耗的能量较少[24], 因此土壤微生物会优先选择吸收NH4+-N, 进而刺激微生物活性。单一的NO3--N添加对CH4产生的抑制作用已经达成共识[25], 这主要是因为一方面NO3--N反硝化过程中的产物对CH4产生菌活性具有直接抑制作用[25]；另一方面与NO3-结合的阳离子对CH4产生菌活性也具有明显的抑制作用[26]；此外, 以NO3--N为主的氮添加增加了土壤中的NO3-浓度, 在硝化-反硝化进程中生成的NO2-对CH4产生菌产生的毒害作用也抑制了CH4的产生[27]。但本研究中, 与CK相比, NO3--N添加并未显著降低土壤CH4产生速率, 这可能是由氮的添加量、河口湿地土壤特殊的理化性质等造成的。
SO42-对湿地土壤CH4产生的影响主要受硫酸盐还原作用强度和土壤酸碱度调控。在富含SO42-的潮汐湿地土壤中, SRB与CH4产生菌共存, 竞争并共同使用着相同的底物(醋酸和H2/CO2)[28]；但由于SRB与醋酸和H2等底物的亲和力更好, 硫酸盐的还原作用往往比CH4的生成更具优势, 这就导致对醋酸发酵和CO2氢还原这两种CH4产生途径具有明显的抑制作用[29]。但本研究中, SO42-对河口潮滩湿地CH4排放通量虽表现为抑制作用, 但未达到显著性水平(P>0.05), 这主要是因为闽江河口湿地硫酸盐浓度已接近或达到饱和状态[30], 少量添加的SO42-在短时间内对硫酸盐还原过程的影响有限；还可能与河口湿地CH4产生底物种类的多样性有关, 比如甲醇、三甲胺和甲硫氨酸等非竞争性底物不易被SRB利用, 而易被CH4产生菌利用[9, 30]。NS耦合添加对河口潮滩湿地CH4排放通量的影响(P < 0.05)是上述因子综合作用的结果, 并且氮添加所引起的微生物活性的增强对CH4产生的促进作用抵消或减弱了硫酸盐还原的抑制作用[29]。此外, CH4产生菌可以忍受的pH范围为5.5-9.0[23], 本研究中SO42-虽然降低了土壤pH, 但并未超过CH4产生菌可以忍受的范围(图 3)所以对CH4产生影响不显著。此外, 本研究中, 河口湿地土壤CH4产生速率与DOC存在极显著正相关关系(P < 0.01)。Smith和Lewis[31]也认为, DOC含量可以决定40%的CH4产生量。湿地土壤中CH4的产生是CH4产生菌在厌氧条件下作用于产CH4底物的结果, 有机底物是CH4产生菌唯一的碳源和能量来源, 有机碳的多寡也决定了土壤微生物和酶的活性以及功能的发挥[32], 从而控制CH4产生量的高低。
时间动态上, 湿地土壤CH4产生速率表现为随培养时间先升高后降低, 最后趋于稳定。这主要是因为外源氮添加后, 显著增强了湿地土壤氮的有效性, 激活了产CH4菌的活性, 进而加快了土壤CH4产生速率, 而后随着产CH4底物的消耗, 剩余的底物不足以供产CH4菌使用, 导致CH4产生速率逐渐降低。此外, 由于本研究使用的是干土配置泥浆的方法进行培养, 土壤微生物活性和碳氮循环关键过程对氮、硫添加的响应需要一个过程, 存在时滞效应。
3.2 氮、硫添加对湿地土壤CH4氧化速率的影响本研究中, 各形态的氮、硫添加处理对湿地土壤CH4氧化速率的影响不尽一致, 但基本表现为NO3--N添加促进了CH4氧化(P < 0.05), NH4+-N添加抑制了CH4氧化(P>0.05), SO42-添加对CH4氧化基本无影响(P>0.05)。有氧条件下, NH4+-N对CH4氧化的抑制作用在多种土壤类型中都得到证实[33]。King和Schnell[34]发现, 外源添加10 kg N hm-2 a-1的NH4Cl使土壤氧化能力下降了20%。目前, 关于NH4+-N对CH4氧化的抑制作用主要是从CH4单氧酶对底物NH3和CH4的竞争方面进行解释的[35], 因为土壤CH4氧化菌和氨氧化菌都具有单氧酶, 并且氨氧化菌的单氧酶(AMO)和CH4氧化菌的单氧酶(pMMO)在生物生理方面具有较高一致性, NH4+-N添加后增强了氨氧化菌的活性, 通过与CH4单氧酶的竞争, 减少了CH4的氧化。此外, NH4Cl添加引起的生理盐胁迫、铝毒效应和土壤酸化等也是影响土壤CH4氧化的重要因素[36-37]。如Shukla等[37]认为, NH4+对CH4氧化的抑制作用在一定程度上可以解释为是非特异性离子或盐的影响, 阳离子的添加引起的土壤铵的生理盐胁迫和离子交换可能引起土壤CH4氧化的下降。Nyerges和Stein[38]认为, NH4+在硝化过程中生成的羟胺和NO2-等中间产物能有效地、持续地抑制CH4氧化菌活性。另有一种解释则认为, 外源盐(如NH4Cl)添加到土壤由于要固定土壤水, 降低了土壤水势, 从而减少土壤对CH4氧化菌的供水量, 造成CH4氧化菌出现生理性缺水, 使其活性降低, 进而抑制了CH4的氧化[39]。
有氧条件下, NO3--N对土壤CH4氧化速率的促进作用可能是由于硝化菌同样可以氧化消耗CH4, NO3--N添加促进了硝化菌的生长, 增加了硝化菌的规模和活性, 从而促进了土壤对于CH4的消耗[40]。CH4氧化菌被认为具有相对较高的氮需求, 它每吸收消化1摩尔碳, 就需要吸收0.25摩尔氮[41], NO3--N的施加可使CH4氧化菌细胞生长的N限制被解除, 进而使CH4氧化菌群落的活性增加[3]。此外, NOx的增加促进了CH4的光化学氧化, 也会降低了大气CH4浓度[42]。SO42-添加对CH4氧化基本无影响, 这主要是因为闽江河口湿地硫酸盐浓度已接近或达到饱和状态[30], 少量添加的SO42-在短时间内对CH4氧化的影响有限。此外, 土壤pH可通过影响微生物生物量和活性控制CH4氧化[43], 但本研究中SO42-添加并未显著影响土壤pH (图 3)。NS2、NS3添加对湿地CH4氧化的促进影响(P < 0.05)是上述因子综合作用的结果, 并且结合单一形态氮、硫添加影响结果可知(图 2), 氮的影响是主要控制因素。时间动态上, 湿地土壤CH4氧化速率在不同处理下均表现为随培养时间先升高后降低, 最后都趋于稳定。主要是因为外源氮添加后, 显著增强了湿地土壤氮的有效性, 激活了微生物的活性, 进而加快了土壤CH4氧化速率, 而后随着底物的消耗, 剩余的底物不足以供微生物使用, 导致CH4氧化速率逐渐降低。值得强调的是, 湿地土壤CH4循环中不仅发生好氧氧化, 也存在厌氧氧化[44], 但CH4氧化主要发生在水土交界面和植物根际区, 以好氧氧化为主, 并且好氧氧化速率远较厌氧氧化速率快得多[45]。本实验主要研究占主导地位的CH4好氧氧化, 厌氧环境下CH4氧化速率对氮、硫添加的响应是研究可弥补单一好氧环境下研究结果的不确定性。
4 结论(1)在CH4产生方面, NH4+-N添加促进了河口湿地CH4产生(P < 0.05), NO3--N和SO42-添加对CH4产生存在抑制或基本无影响(P>0.05)。在CH4氧化方面, NO3--N添加促进了CH4氧化(P < 0.05), NH4+-N添加抑制了CH4氧化(P>0.05), SO42-添加对CH4氧化基本无响应(P>0.05)。NS耦合添加对CH4产生/氧化的影响主要受氮形态的控制。
(2)整体而言, 不同添加处理并没有显著改变湿地土壤CH4产生/氧化速率的时间动态, 不同处理均表现为随培养时间先增加而后逐渐降低。
(3)短期培养结束后, 土壤DOC、EC和pH含量在不同处理间均不存在显著差异(P>0.05)；土壤NH4+-N含量在含NH4+处理下, NO3--N含量在含NO3-处理下, SO42-含量在含SO42-处理下均显著高于对照处理(P < 0.05)。相关分析显示, DOC、NH4+-N和NO3--N是氮、硫添加处理下影响闽江河口湿地土壤CH4产生/氧化速率的主要影响因素。
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