文章信息
- 刘星, 汪金松, 赵秀海
- LIU Xing, WANG Jinsong, ZHAO Xiuhai
- 模拟氮沉降对太岳山油松林土壤酶活性的影响
- Effects of simulated nitrogen deposition on the soil enzyme activities in a Pinus tabulaeformis forest at the Taiyue Mountain
- 生态学报, 2015, 35(14): 4613-4624
- Acta Ecologica Sinica, 2015, 35(14): 4613-4624
- http://dx.doi.org/10.5846/stxb201312092918
-
文章历史
- 收稿日期:2013-12-09
- 修订日期:2014-09-09
2. 中国林业科学研究院森林生态环境与保护研究所, 北京 100091
2. Institute of Forest Ecology, Environment and Protection, Chinese Academy of Forestry, Beijing 100091, China
自工业革命以来,由于氮肥的大量生产与使用及化石能源燃烧排放的活性氮增加,大气氮沉降量相应增加[1]。目前,包括中国在内的东亚地区已成为仅次于欧洲和北美的第三大氮沉降区域[2, 3]。例如,长江三角洲地区的年氮沉降量已达0.2—5.0 g N m-2 a-1,这一氮沉降量已经超出了长江三角洲地区的部分生态系统的临界负荷[4]。氮沉降的增加不仅会对林木生长产生直接影响[5],还会通过影响土壤微生物对有机质的降解来对土壤碳贮存产生间接影响[6]。因此,在我国研究氮沉降对森林生态系统的影响具有重要意义。
大气氮沉降的增加对森林生态系统的氮循环、氮流失以及土壤酶活性均有不同程度的影响[7]。其中,土壤酶活性对土壤理化性质等环境因素的变化较敏感,且是土壤微生物作用于土壤生物化学过程的直接媒介,因此可作为表征土壤微生物群落活性的指标之一[8, 9]。通过测定土壤酶活性可以了解微生物群落的功能与环境因子的关系。
近年来,众多研究表明大气氮沉降的增加对土壤酶活性有显著影响,但在不同的生态系统土壤酶活性对氮沉降的响应往往有所不同[10, 11, 12, 13],例如Sinsabaugh等研究发现在施氮促进了糖槭林中的氧化酶活性,但抑制了红栎林中的氧化酶活性[14]。国内相关研究的结果也有一定差异[15, 16, 17],例如,涂利华等在华西雨屏区的研究发现施氮在苦竹林中提高了土壤多酚氧化酶和过氧化物酶活性,但在光皮桦林中降低了这两种酶的活性[18, 19]。因而氮沉降对森林土壤酶活性的影响有必要结合具体环境进行研究,本研究借助在山西太岳山油松人工林和油松天然林进行的人工模拟氮沉降长期定位试验,研究土壤酶活性对氮沉降增加的响应,旨在初步了解油松林土壤微生物群落功能对氮沉降的响应,为这一响应机理的研究摸索实验方向并确立切入点。
1 材料与方法 1.1 试验地概况试验地位于山西省太岳山国有林管理局灵空山自然保护区(36°18′—37°05′N,111°45′—112°33′E),平均海拔1 500 m。该地区属暖温带大陆性季风气候,年均降水量为662 mm,降雨多集中在7—9月。年均气温8.6 ℃,1月平均气温-10.4 ℃,7月平均气温17.4 ℃。年均相对湿度60 %,年均日照2 600 h,年均无霜期175 d左右。基岩主要为花岗岩和石灰岩,林地土壤类型为山地褐土和棕色森林土。通过收集降雨和降尘,测定自然氮沉降量为21.2 kg N hm-2 a-1。
林区的代表性树种主要有:油松(Pinus tabulaeformis)、辽东栎(Quercus liaotungensis)、山杨(Populus davidiana)和白桦(Betula platyphylla)。灌木主要有胡枝子(Lespedeza bicolor)、虎榛子(Ostryopsis davidiana)、沙棘(Hippophae rhamnoides)、黄刺梅(Rosa xanthina)、山桃(Amygdalus davidiana)等;草类有苔草(Carex)、蒿类(Artemisia)、莎草(Cyperaceae)等。
1.2 试验设计于2009年7月在油松天然林和油松人工林中各选取未被破坏且具有代表性的林地分别建立12个2 m×2 m的固定样方,样方之间间隔3 m。根据氮施加量不同,试验共设4个施氮水平:(1)对照(CK,0 kg N hm-2 a-1);(2)低氮(LN,50 kg N hm-2 a-1);(3)中氮(MN,100 kg N hm-2 a-1);(4)高氮(HN,150 kg N hm-2 a-1),每个处理重复3次。以尿素(CO(NH2)2)为氮源,从2009年8月开始模拟氮沉降处理,每月月初以溶液的形式施加。具体方法为将每个样方每次需要施加的CO(NH2)2溶解在2 L水中,用喷雾器均匀喷洒在样方地表,在对照样方内同样喷施等量的水。样方所在的油松天然林与油松人工林的本底值见表 1。
林型 Forest type | 林分特征Stand characteristics | 土壤特征 Soil characteristics | ||||||
林龄 Age/ a | 密度 Density/ (株/hm2) | 平均胸径 Mean DBH /cm | 平均树高 Mean height /m | 平均坡度 Mean slope/ (°) | 容重 Bulk density/ (g/cm3) | 全氮 Total N /(g/kg) | 有机碳 Organic C/ (g/kg) | |
人工林Plantation | 60 | 733 | 19.9 | 12.7 | 18 | 1.26 | 4.07 | 39.92 |
天然林Natural forest | 75 | 1317 | 12.9 | 8.0 | 23 | 1.01 | 6.00 | 46.14 |
在2012年7、9月和2013年5、7、9月,当月施氮15 d后采集土样。在每个样方中随机选取3个采样点,去除表面凋落物,使用内径2.5 cm的土钻采集0—20 cm的表层土样并混合。使用保温箱当天带回实验室,去除可见根系,过1 mm筛,4 ℃下保存待测,1周内测定。
参照关松荫[20]和赵兰坡等[21]的方法,使用3,5-二硝基水杨酸比色法测定纤维素酶与蔗糖酶;邻苯三酚比色法测定多酚氧化酶与过氧化物酶;苯酚-次氯酸钠比色法测定脲酶;磷酸苯二钠比色法测定中性磷酸酶。酶的活性以单位干土质量在单位时间内所生成的特定产物的质量表示(mg g-1 h-1或μg g-1 h-1)。具体测定中所用的基质、培养条件和测定产物见表 2。所有酶均通过预实验确定最适培养时间与基质浓度。
名称 Name | 基质 Matrix | 培养温度 Incubation temperature/℃ | 培养时间 Incubation time/h | 测定产物 Determination product |
蔗糖酶Invertase | 蔗糖 | 37 | 24 | 葡萄糖 |
纤维素酶Cellulase | CM-纤维素 | 50 | 48 | 葡萄糖 |
多酚氧化酶Polyphenol oxidase | 邻苯三酚 | 30 | 3 | 红紫棓精 |
过氧化物酶Peroxidase | 邻苯三酚+过氧化氢 | 30 | 1 | 焦性没食子酸 |
脲酶Urease | 尿素 | 38 | 3 | NH+4 |
中性磷酸酶Neutral phosphatase | 磷酸苯二钠 | 36 | 12 | 苯酚 |
另于2012年10月中旬,当月施氮15 d后,以与上文同样的方法采集土样,带回实验室风干,过0.02 mm筛,用于测定土壤理化性质。土壤有机碳测定采用重铬酸钾氧化-外加热法;全氮测定采用硒粉-硫酸铜-硫酸消化凯氏定氮法;碱解氮测定采用碱解扩散法;速效磷测定采用钼锑抗比色法;土壤pH值测定采用电位法(水土比为2.5 ∶ 1)。
1.4 数据统计利用SPSS 18.0(SPSS Inc. USA)软件对数据进行统计分析,不同处理间的差异性显著检验采用LSD多重比较法(P < 0.05),不同酶活性间的相关性分析采用双侧检验。
2 结果与分析 2.1 氮沉降对土壤理化性质的影响施氮对表层土壤的理化性质产生了一定影响。在天然林中,与对照(CK)相比,施氮处理(LN、MN、HN)的速效磷下降了3.6%—8.4%,pH值下降了6.2%—10.8%;全氮上升了4.6%—9.6%,有机碳上升了12.8%—25.9%。人工林中施氮处理的速效磷的下降幅度更大(较CK降低11.2%—22.7%),pH值升高了3.1%—13.6%,有机碳升高了10.0%—26.4%;全氮变化不明显,仅高氮处理比对照升高了22.3%。除人工林的pH值和有机碳指标随施氮水平的提高而逐步增加以外,其它指标均不因施氮水平的提高而产生规律性的变化(表 3)。
林型 Forest type | 处理 Treatment | pH(2.5 ∶ 1) | 速效磷 Available P/ (mg/kg) | 碱解氮 Alkalytic N/ (mg/kg) | 全氮 Total N/% | 有机碳 Organic C/% |
天然林 | 对照CK | 6.37±0.34ab | 5.99±0.62ab | 284.6±28.7a | 0.60±0.09ab | 4.28±0.48a |
Natural forest | 低氮LN | 5.68±0.29a | 5.77±0.27ab | 292.2±34.7a | 0.59±0.06ab | 5.35±0.58a |
中氮MN | 5.97±0.20ab | 5.49±0.65ab | 269.6±35.6a | 0.63±0.07ab | 5.39±0.45a | |
高氮HN | 5.68±0.26a | 5.59±0.38ab | 286.3±32.9a | 0.66±0.06ab | 4.83±0.55a | |
人工林 | 对照CK | 5.83±0.42ab | 6.67±0.65a | 265.4±22.1a | 0.58±0.06ab | 4.47±0.45a |
Plantation | 低氮LN | 6.02±0.35ab | 5.92±0.37ab | 260.6±26.0a | 0.55±0.08ab | 4.92±0.64a |
中氮MN | 6.45±0.25b | 5.16±0.29b | 306.0±27.8a | 0.50±0.09a | 5.32±0.70a | |
高氮HN | 6.64±0.11b | 5.67±0.43ab | 310.2±36.9a | 0.70±0.04b | 5.65±0.59a | |
同列不同字母表示处理间差异显著(P < 0.05,LSD法); CK: Control; LN: Low Nitrogen; MN: Middle Nitrogen; HN: High Nitrogen |
不同林型之间的土壤酶活性特征差异显著(表 4)。天然林中纤维素酶、蔗糖酶、脲酶和中性磷酸酶的活性高于人工林(依次比人工林高12.3%、33.1%、13.0%、4.9%),而过氧化物酶和多酚氧化酶的活性低于人工林(分别比人工林低18.8%和12.6%)。不同林型之间的过氧化物酶与蔗糖酶活性为极显著差异(P < 0.001),其它均为显著差异(P < 0.05)。
林型 Forest type | 过氧化物酶 Peroxidase/ (mg g-1 h-1) | 多酚氧化酶 Polyphenol oxidase/ (μg g-1 h-1) | 纤维素酶 Cellulase/ (μg g-1 h-1) | 蔗糖酶 Invertase/ (mg g-1 h-1) | 脲酶 Urease/ (μg g-1 h-1) | 中性磷酸酶 Neutral phosphatase/ (μg g-1 h-1) |
天然林Natural forest | 0.080±0.002* * * | 3.413±0.153* | 16.43±0.29* | 1.167±0.028* * * | 34.68±1.13* | 1.720±0.025* |
人工林Plantation | 0.098±0.002* * * | 3.906±0.212* | 14.63±0.33* | 0.877±0.020* * * | 30.69±0.97* | 1.640±0.033* |
表中数值为所有处理的平均值; *表示两个林型均值间差异显著(P < 0.05), * * *表示两个林型均值间差异极显著(P < 0.001) |
不同施氮量下土壤酶活性的历次测定值如图 1—图 3所示,土壤酶活性历次测定值的平均值(以下简称总均值)如表 5所示。可见施氮处理对过氧化物酶活性产生了显著影响,天然林中除2013年5月仅高氮处理的过氧化物酶活性显著低于对照(P < 0.05);其它4次测定均为中氮、高氮处理显著低于对照(P < 0.05,图 1)。人工林中2012年9月与2013年9月的中氮、高氮处理的过氧化物酶活性显著低于对照(P < 0.05);2013年7月仅高氮处理显著低于对照(P < 0.05,图 1)。总的来看,在两种林型中,中氮和高氮处理的过氧化物酶活性总均值显著低于对照(P < 0.01),且天然林中过氧化物酶活性的下降幅度大于人工林(天然林中分别下降了18.2%与21.0%,人工林中分别下降了9.9%与13.2%),两种林型的过氧化物酶活性总均值大小关系均为对照≈低氮>中氮≈高氮(表 5)。
林型 Forest type | 处理 Treatment | 过氧化物酶 Peroxidase/ (mg g-1 h-1) | 多酚氧化酶 Polyphenol oxidase/ (μg g-1 h-1) | 纤维素酶 Cellulase/ (μg g-1 h-1) | 蔗糖酶 Invertase/ (mg g-1 h-1) | 脲酶 Urease/ (μg g-1 h-1) | 中性磷酸酶 Neutral phosphatase/ (μg g-1 h-1) |
天然林 | 对照 | 0.089±0.003A | 4.391±0.346A | 17.46±0.51a | 1.182±0.066a | 34.28±1.38a | 1.658±0.048a |
Natural forest | 低氮 | 0.087±0.003A | 3.216±0.170B | 16.37±0.61ab | 1.167±0.062a | 34.42±1.48a | 1.709±0.052a |
中氮 | 0.073±0.003B | 2.948±0.188B | 16.23±0.50b | 1.132±0.055a | 34.98±2.58a | 1.754±0.039a | |
高氮 | 0.070±0.002B | 3.099±0.252B | 15.66±0.64b | 1.186±0.052a | 38.90±2.57a | 1.760±0.056a | |
人工林Plantation | 对照 | 0.104±0.003A | 4.874±0.448A | 14.90±0.56a | 0.989±0.033a | 27.25±1.21a | 1.585±0.049a |
低氮 | 0.105±0.004A | 4.401±0.327A | 14.37±0.77a | 0.870±0.030b | 29.94±1.67ab | 1.604±0.049a | |
中氮 | 0.094±0.005B | 3.094±0.229B | 14.22±0.57a | 0.814±0.033b | 32.43±2.01ab | 1.632±0.085a | |
高氮 | 0.090±0.004B | 3.255±0.380B | 15.05±0.78a | 0.834±0.036b | 33.15±2.30b | 1.741±0.072a | |
表中数值为2012-5—2013-9各次测定的平均值;同列不同大小写字母分别表示处理间差异极显著(P < 0.01,LSD法)和差异显著(P < 0.05,LSD法); CK: Control; LN: Low Nitrogen; MN: Middle Nitrogen; HN: High Nitrogen |
施氮对多酚氧化酶的影响同样显著,天然林中2012年与2013年7月各施氮处理的多酚氧化酶活性均显著低于对照(2012年7月P < 0.05,2013年7月P < 0.01);2013年5月中氮、高氮处理显著低于对照(P < 0.05,图 1)。人工林中2012年7、9月中氮、高氮处理的多酚氧化酶活性显著低于对照(P < 0.05);2013年7月为中氮、高氮处理显著低于对照、低氮处理(P < 0.01,图 1)。总的来看,在天然林中,施氮处理的多酚氧化酶活性总均值比对照降低了26.8%—32.9%,差异显著(P < 0.01),不同施氮处理间无显著差异(P > 0.05),不同处理间的均值大小关系为对照>低氮>高氮>中氮。而在人工林,仅中氮和高氮处理的多酚氧化酶活性总均值显著低于对照(分别降低了36.5%和33.2%,P < 0.01),低氮处理虽低于对照但与对照之间无显著差异(P > 0.05),不同处理间的均值大小关系为对照>低氮>高氮>中氮(表 5)。
施氮处理对纤维素酶的影响较不明显,在天然林各次测定中,不同处理之间均无显著差异(P > 0.05),但各次测定的纤维素酶活性均值大小关系均为对照>施氮处理(图 2)。人工林各次测定中不同处理之间的纤维素酶活性同样无显著差异(P > 0.05),且历次测定的均值大小关系无统一规律(图 2)。总的来看,天然林中中氮、高氮处理的纤维素酶活性总均值分别比对照降低了7.0%和10.3%,差异显著(P < 0.05),低氮处理虽低于对照但差异不显著(P > 0.05),总均值大小关系为对照>低氮>中氮>高氮;人工林中不同处理之间的纤维素酶活性总均值无显著差异(P > 0.05),总均值大小关系为对照>高氮>低氮>中氮(表 5)。
蔗糖酶对施氮处理的响应同样较不明显,天然林各次测定中不同处理之间的蔗糖酶活性均无显著差异(P > 0.05),且历次测定的均值大小关系无统一规律(图 2)。人工林中2012年7月与2013年9月施氮处理的蔗糖酶活性显著低于对照(P < 0.05);2013年5月为中氮、高氮处理显著低于对照、低氮处理(P < 0.05);2013年7月为低氮处理显著低于对照(P < 0.05),中氮、高氮处理显著低于低氮处理(P < 0.05);各次测定的蔗糖酶活性均值大小关系均为对照>施氮处理(图 2)。总的来看,天然林中不同处理之间的蔗糖酶活性总均值无显著差异,总均值大小关系为对照≈高氮>低氮>中氮;人工林中施氮处理的蔗糖酶活性总均值比对照降低了12.1%—17.7%,差异显著(P < 0.05),总均值大小关系为对照>低氮>高氮>中氮(表 5)。
施氮处理在一定程度上促进了土壤中性磷酸酶活性,天然林历次测定的不同处理之间无显著差异(P > 0.05),但各次测定的中性磷酸酶活性均值大小关系均为对照<施氮处理(图 3)。人工林中2013年5月中氮、高氮处理的中性磷酸酶活性显著高于对照(P < 0.05);其它4次测定不同处理间无显著差异(P > 0.05),除2012年9月的均值大小关系为高氮>中氮≈对照>低氮外,其它均为高氮>中氮>低氮>对照(图 3)。总的来看,施氮处理的中性磷酸酶活总均值在天然林中提高了3.1%—6.2%,在人工林中提高了1.2%—9.9%,但两种林型不同处理之间均无显著差异(P > 0.05),两种林型的总均值大小关系均为高氮>中氮>低氮>对照(表 5)。
施氮促进了土壤脲酶活性,天然林中2013年5月中氮处理的脲酶活性显著高于对照、低氮处理(P<0.05);2013年7月中氮、高氮处理显著高于对照、低氮处理(P < 0.05);其它3次测定不同处理间无显著差异(P > 0.05),除2012年7月外,脲酶活性历次测定的均值大小关系均为高氮>中氮>低氮≈对照(图 3)。人工林中2012年7月中氮、高氮处理的脲酶活性显著高于对照(P < 0.05);2013年7月低氮处理显著高于对照(P < 0.05),中氮、高氮处理显著高于低氮处理(P < 0.05);其它3次测定中不同处理之间差异不显著(P > 0.05),除2012年9月与2013年5月酶活性的均值大小关系均为高氮>中氮>低氮≈对照外,另外3次测定的均值大小关系均为高氮>中氮>低氮>对照(图 3)。总的来看,天然林各处理之间的脲酶活性总均值差异不显著(P > 0.05),仅高氮处理明显升高,比对照高出13.5%;人工林中施氮处理比对照高了9.9%—21.7%,其中高氮处理与对照之间差异显著(P < 0.05),两种林型中的脲酶活性总均值大小关系均为高氮>中氮>低氮>对照(表 5)。
综上可见,在天然林中,氮沉降的增加抑制了过氧化物酶、多酚氧化酶和纤维素酶的活性,提高了中性磷酸酶的活性,对蔗糖酶与脲酶无明显影响;在人工林中,氮沉降的增加抑制了过氧化物酶、多酚氧化酶和蔗糖酶的活性,提高了中性磷酸酶和脲酶的活性,对纤维素酶无明显影响。
2.4 土壤酶活性之间的相关性对土壤酶活性进行相关性分析的结果表明,天然林中过氧化物酶与多酚氧化酶之间呈显著正相关(P < 0. 05),Pearson相关系数为0.344,;纤维素酶与多酚氧化酶、蔗糖酶之间呈极显著正相关(P < 0. 01),相关系数分别为0.482和.544,脲酶与蔗糖酶呈极显著正相关(P < 0. 01),相关系数为0.507,中性磷酸酶与过氧化物酶呈显著负相关(P < 0. 05),与蔗糖酶呈显著正相关,相关系数分别为-0.421和0.336(表 6)。
土壤酶 Soil enzymes | 过氧化物酶 Peroxidase | 多酚氧化酶 Polyphenol oxidase | 纤维素酶 Cellulase | 蔗糖酶 Invertase | 脲酶 Urease | 中性磷酸酶 Neutral phosphatase |
过氧化物酶Peroxidase | 1.000 | |||||
多酚氧化酶Polyphenol oxidase | 0.344* | 1.000 | ||||
纤维素酶Cellulase | 0.195 | 0.482* * | 1.000 | |||
蔗糖酶Invertase | 0.013 | 0.108 | 0.544* * | 1.000 | ||
脲酶Urease | -0.285 | 0.051 | 0.211 | 0.507* * | 1.000 | |
中性磷酸酶Neutral phosphatase | -0.421* | 0.189 | 0.195 | 0.336* | 0.244 | 1.000 |
*表示在 0.05 水平上显著相关,* *表示在 0.01 水平上显著相关 |
油松人工林中土壤酶活性的相关性分析结果如表 7所示。人工林中多酚氧化酶与纤维素酶、蔗糖酶之间呈极显著正相关(P < 0. 01),相关系数分别为0.446和0.519,纤维素酶与蔗糖酶、中性磷酸酶之间呈显著正相关(P < 0. 05),相关系数为分别0.402和0.337,脲酶与过氧化物酶呈显著负相关(P < 0. 05),相关系数为-0.347。
土壤酶 Soil enzymes | 过氧化物酶 Peroxidase | 多酚氧化酶 Polyphenol oxidase | 纤维素酶 Cellulase | 蔗糖酶 Invertase | 脲酶 Urease | 中性磷酸酶 Neutral phosphatase |
过氧化物酶Peroxidase | 1.000 | |||||
多酚氧化酶Polyphenol oxidase | 0.228 | 1.000 | ||||
纤维素酶Cellulase | -0.004 | 0.446* * | 1.000 | |||
蔗糖酶Invertase | 0.106 | 0.519* * | 0.402* | 1.000 | ||
脲酶Urease | -0.347* | -0.142 | 0.007 | 0.070 | 1.000 | |
中性磷酸酶Neutral phosphatase | -0.176 | 0.208 | 0.337* | 0.095 | -0.110 | 1.000 |
*表示在 0.05 水平上显著相关,* *表示在 0.01 水平上显著相关 |
虽然土壤对pH值的变化有一定的缓冲能力[22],但本实验中的长时间施氮处理还是对土壤pH值产生了影响。研究表明尿素的水解过程会使土壤pH上升,但由于铵态氮被硝化时会产生质子,尿素的施加最终会使土壤pH值下降[23]。在本实验中出现了两种不同的情况,天然林中施氮处理样方的pH值下降,Guo等[17],Zeglin等[24],和Fox[25]关于林地施氮的研究也得到了相似的结果;但人工林中施氮处理样方的pH值高于对照,且随施氮量的增加而逐步增高,这可能是因为人工林中土壤硝化作用较弱,施氮后土壤pH值的变化以尿素水解作用为主导,Allison等在阿拉斯加寒带森林中的施氮实验也发现了类似现象[26]。Zeglin等[24]的研究还表明,施氮会促进地表植被的生长,使植物从土壤中吸收更多的磷,因而两种林型中施氮处理样方的速效磷含量降低。
一般认为,长时间施氮可以有效增加表层土壤的全氮和碱解氮含量[22],但在本研究中,在施氮处理样方中仅全氮有较明显升高,碱解氮没有明显升高,这可能与速效氮流失较快,而且施氮也会加速土壤NO-3流失有关[27, 28]。施氮促进植物生长,进而来自凋落物的有机碳输入也会随之增加[29]。而且在本研究中,施氮对多酚氧化酶、蔗糖酶等产生了抑制作用,减缓了有机物的降解,进一步加大了土壤有机碳的累积。所以施氮处理样方的有机碳含量存在上升趋势,这与黄玉梓[29]和Pregitzer等[30]的研究结果一致。也有研究表明施氮后土壤有机碳含量下降[31],这说明在某些森林生态系统中,施氮能增大土壤有机碳库,但在有些森林生态系统中,施氮会加剧土壤有机碳的流失。
3.2 两种林型间土壤酶活性的差异纤维素和木质素是森林生态系统土壤的主要有机质来源,氮沉降通过改变与纤维素和木质素降解有关的土壤酶活性,对森林生态系统的碳循环产生影响[32]。通过两种林型之间对应酶活性的差异,可以推断出两种林型土壤有机质输入的组分的差异。而凋落物是森林土壤有机物质输入的主要来源,由天然林的过氧化物酶和多酚氧化酶活性低于人工林,而纤维素酶、蔗糖酶活性高于人工林,可以推断出在天然林的凋落物中木质素所占的比例低于人工林,相对的,纤维素,多聚糖等有机物所占的比例高于人工林。汪金松[33]在同一林地研究发现天然林凋落物中的阔叶比例远大于人工林凋落物中的阔叶比例,以及陈法霖等[34]发现针叶中的木质素含量大于阔叶,两者均与本实验中的结果一致。
3.3 模拟氮沉降对土壤酶活性的影响由国内外有关研究可知,土壤酶活性对氮沉降较为敏感,但受到土壤水气热条件、土壤理化性质、土壤微生物群落组成和生态系统结构的影响,在不同的森林生态系统中土壤酶活性对氮沉降的响应往往有所不同[6, 17, 35, 36, 37, 38]。在本研究中,过氧化物酶与多酚氧化酶均对氮沉降表现出负响应,已有分子层面的研究发现,这种负响应主要是由于施氮使得土壤中无机氮富集,氧化酶的基因表达受到抑制所造成的[38, 39, 40, 41],另外Allison等[26]和Compton等[42]的研究发现,施氮样地真菌的相对丰度有所降低,而多酚氧化酶与过氧化物酶均由真菌分泌。但是Lü等[35]和Deforest等[36]的研究发现,施氮促进了过氧化物酶与多酚氧化酶活性。Cusack等研究发现,氮沉降抑制了热带雨林中过氧化物酶与多酚氧化酶的活性,但促进了热带山地森林中这两种酶的活性[31]。氮沉降对这两种酶活性的影响差异可能是由生态系统中本底氮含量与氮输入量不同和土壤微生物群落结构不同两方面造成的。Kim等[28]与Cusack等[31]的研究表明,当生态系统本底氮沉降或者本底土壤氮含量较高时,氮沉降的增加倾向于抑制过氧化物酶与多酚氧化酶的活性,反之则倾向于提高其活性。另一方面,不同微生物对氮沉降的响应不同,例如,目前大多数多酚氧化酶受氮沉降抑制的结论是通过对白腐真菌的研究得出的,但一些软腐真菌在氮沉降增加时其多酚氧化酶活性有所升高[16],所以微生物群落结构的不同也可能导致整个微生物群落对氮沉降响应的不同。
尽管施氮可使氮元素的营养限制减轻或解除,但随着多酚氧化酶活性的降低,土壤中木质素等复杂有机物降解不充分,土壤中的可溶性有机碳减少[31],碳可能成为土壤微生物群落的营养限制因子,土壤中异养微生物的生长随之受到限制[42]。Deforest等研究认为这种限制可能会对分泌纤维素酶或者蔗糖酶的微生物产生影响,且当凋落物以木质素含量较高的针叶为主时,这种影响更加显著[36]。本实验中,天然林中的纤维素酶活性和人工林中的蔗糖酶活性受到施氮处理的抑制,且与多酚氧化酶活性呈显著相关,这与Deforest等[36]的研究结果类似。宋学贵等在川南常绿阔叶林研究同样发现人工模拟氮沉降抑制了土壤纤维素酶活性[43]。另外,郭依秋等在与本实验同一林地进行的施氮实验发现模拟氮沉降显著提高了土壤微生物氮,但对土壤微生物碳无显著影响[44],这说明在太岳山油松林,氮输入的增加没有使土壤微生物群落从环境中获取更多的碳。
在本研究中,施氮处理对土壤脲酶和中性磷酸酶活性都有一定的促进作用,这与Lv等[35]在林地进行多种形态氮施加实验中的发现一致。脲酶是与植物和微生物的氮获取相关的一种酶,其活性的增加可以使土壤有机氮矿化速率加快[45]。一般认为,土壤活性氮含量增加后,土壤微生物对其它营养元素(如碳和磷)的需求相应增加,相关的酶活性也随之升高,例如Keeler等研究发现施氮提高了土壤磷酸酶和纤维素酶活性[46]。本研究中的磷酸酶活性虽然随施氮水平的增加而升高,但差异不显著,同时纤维素酶和蔗糖酶的活性下降或者无变化,这表明在本研究中施氮样地的土壤生态系统可能由氮限制向碳限制方向转换。另外,土壤磷酸酶可分为碱性、酸性和中性3种,Guo等[17]和Kim等[28]的研究发现,土壤pH值变化对土壤酸、碱性磷酸酶的活性有显著影响。目前与氮沉降相关的土壤酶研究往往集中于酸性或者碱性磷酸酶,其中施氮造成土壤pH值变化的影响不可忽视。
生态系统差异性造成的土壤酶活性对氮沉降响应的差异,不仅与生态系统的气候、结构差异有关[16, 24],也与样地本底土壤氮含量,本底氮沉降以及施氮量密切相关[28, 31]。Cusack等[31]和Kim等[28]的研究认为,当生态系统中本底土壤氮含量较低或本底氮沉降较低时,土壤酶活性对施氮多表现为正响应,反之,则可能表现为负响应。在本研究中,过氧化物酶活性仅在中氮和高氮处理中显著下降,这说明在本研究中,低氮处理的施氮量(50 kg N hm-2 a-1)尚不足以对土壤中的过氧化物酶产生抑制作用。天然林中所有施氮处理的多酚氧化酶活性均有显著下降,而人工林中仅中氮和高氮处理显著下降,这可能是因为天然林的土壤本底氮含量略高于人工林的土壤本底氮含量(表 1,表 3)。
4 结论综上所述,模拟氮沉降对山西太岳山油松林的土壤酶活性产生了显著影响,表现在抑制了土壤中过氧化物酶和多酚氧化酶的活性,促进了脲酶和中性磷酸酶的活性,并降低了天然林中的纤维素酶活性和人工林中的蔗糖酶活性,但对天然林中的蔗糖酶和人工林中的纤维素酶无影响。另外,由于天然林土壤含氮量较高,致使多酚氧化酶活性对氮沉降更敏感。氮沉降对多酚氧化酶等土壤酶活性的抑制作用将减缓土壤有机质的降解,有利于有机质在土壤中的积累。
本文研究以土壤酶活性为主要研究对象,但土壤酶活性变化的背后往往是土壤微生物群落结构的变化,施氮对土壤微生物群落结构的影响仍需进一步研究。另外从土壤酶活性的变化可以看出,氮沉降的增加会改变土壤有机碳库的组成结构,本研究仅测定了土壤有机碳的总量,有必要对土壤有机碳组分的变化开展进一步研究。
[1] | Holland E A, Dentene F J, Braswell B H, Sulzman J M. Contemporary and pre-Industrial global reactive nitrogen budgets. Biogeochemistry, 1999, 46(1/3): 7-43. |
[2] | Bashkin V N, Park S U, Choi M S, Lee C B. Nitrogen budgets for the Republic of Korea and the Yellow Sea region. Biogeochemistry, 2002, 57-58(1): 387-403. |
[3] | Galloway J N. The global nitrogen cycle: changes and consequences. Environmental Pollution, 1998, 102(S1): 15-24. |
[4] | Wang T J, Jiang F, Li S, Liu Q. Trends in air pollution during 1996-2003 and cross-border transport in city clusters over the Yangtze River Delta region of China. Terrestrial Atmospheric and Oceanic Sciences, 2007, 18(5): 995-1009. |
[5] | De Vries W, Solberg S, Dobbertin M, Sterba H, Laubhann D, Van Oijen M, Evans C, Gundersen P, Kros J, Wamelink G W W, Reinds G J, Sutton M A. The impact of nitrogen deposition on carbon sequestration by European forests and heathlands. Forest Ecology and Management, 2009, 258(8): 1814-1823. |
[6] | Sinsabaugh R L. Phenol oxidase, peroxidase and organic matter dynamics of soil. Soil Biology and Biochemistry, 2010, 42(3): 391-404. |
[7] | Chen X Y, Mulder J. Atmospheric deposition of nitrogen at five subtropical forested sites in South China. Science of the Total Environment, 2007, 378(3): 317-330. |
[8] | Ajwa H A, Dell C J, Rice C W. Changes in enzyme activities and microbial biomass of tall grass prairie soil as related to burning and nitrogen fertilization. Soil Biology and Biochemistry, 1999, 31(5): 769-777. |
[9] | Alvarez S, Guerrero M C. Enzymatic activities associated with decomposition of particulate organic matter in two shallow ponds. Soil Biology and Biochemistry, 2000, 32(13): 1941-1951. |
[10] | Saiya-Cork K R, Sinsabaugh R L, Zak D R. The effects of long term nitrogen deposition on extracellular enzyme activity in an Acer saccharum forest soil. Soil Biology and Biochemistry, 2002, 34(9): 1309-1315. |
[11] | Enowashu E, Poll C, Lamersdorf N, Kandeler E. Microbial biomass and enzyme activities under reduced nitrogen deposition in a spruce forest soil. Applied Soil Ecology, 2009, 43(1): 11-21. |
[12] | Grandy A S, Sinsabaugh R L, Neff J C, Stursova M, Zak D R. Nitrogen deposition effects on soil organic matter chemistry are linked to variation in enzymes, ecosystems and size fractions. Biogeochemistry, 2008, 91(1): 37-49. |
[13] | Wang C Y, Feng X G, Guo P, Han G M, Tian X J. Response of degradative enzymes to N fertilization during litter decomposition in a subtropical forest through a microcosm experiment. Ecological Research, 2010, 25(6): 1121-1128. |
[14] | Sinsabaugh R L, Gallo M E, Lauber C, Waldrop M P, Zak D R. Extracellular enzyme activities and soil organic matter dynamics for northern hardwood forests receiving simulated nitrogen deposition. Biogeochemistry, 2005, 75(2): 201-215. |
[15] | 沈芳芳, 袁颖红, 樊后保, 刘文飞, 刘苑秋. 氮沉降对杉木人工林土壤有机碳矿化和土壤酶活性的影响. 生态学报, 2012, 32(2): 517-527. |
[16] | 赵玉涛, 李雪峰, 韩士杰, 胡艳玲. 不同氮沉降水平下两种林型的主要土壤酶活性. 应用生态学报, 2008, 19(12): 2769-2773. |
[17] | Guo P, Wang C Y, Feng X G, Su M F, Zhu W Q, Tian X J. Mixed inorganic and organic nitrogen addition enhanced extracellular enzymatic activities in a subtropical forest soil in east China. Water Air & Soil Pollution, 2011, 216(1/4): 229-237. |
[18] | 涂利华, 胡庭兴, 张健, 李仁洪, 戴洪忠, 雒守华, 向元彬, 黄立华. 华西雨屏区苦竹林土壤酶活性对模拟氮沉降的响应. 应用生态学报, 2009, 20(12): 2943-2948. |
[19] | 涂利华, 胡红玲, 胡庭兴, 张健, 肖银龙, 雒守华, 李仁洪, 戴洪忠. 模拟氮沉降对华西雨屏区光皮桦林土壤酶活性的影响. 应用生态学报, 2012, 23(8): 2129-2134. |
[20] | 关松荫. 土壤酶及其研究法. 北京: 农业出版社, 1986. |
[21] | 赵兰坡, 姜岩. 土壤磷酸酶活性测定方法的探讨. 土壤通报, 1986, 17(3): 138-141. |
[22] | 陈林, 张佳宝, 赵炳梓, 黄平. 不同施氮水平下土壤的生化性质对干湿交替的响应. 土壤学报, 2013, 50(4): 675-683. |
[23] | 蒋朝晖, 曾清如, 皮荷杰, 毛小云, 廖宗文. 不同品种尿素施入土壤后pH值的变化和氨气释放差异. 环境化学, 2009, 28(2): 177-180. |
[24] | Zeglin L H, Stursova M, Sinsabaugh R L, Collins S L. Microbial responses to nitrogen addition in three contrasting grassland ecosystems. Oecologia, 2007, 154(2): 349-359. |
[25] | Fox T R. Nitrogen mineralization following fertilization of Douglas-fir forests with urea in western Washington. Soil Science Society of America Journal, 2004, 68(5): 1720-1728. |
[26] | Allison S D, Czimczik C I, Treseder K K. Microbial activity and soil respiration under nitrogen addition in Alaskan boreal forest. Global Change Biology, 2008, 14(5): 1156-1168. |
[27] | Jost G, Dirnböck T, Grabner M T, Mirtl M. Nitrogen leaching of two forest ecosystems in a Karst watershed. Water Air & Soil Pollution, 2011, 218(1/4): 633-649. |
[28] | Kim H, Kang H. The impacts of excessive nitrogen additions on enzyme activities and nutrient leaching in two contrasting forest soils. Journal of Microbiology, 2011, 49(3): 369-375. |
[29] | 黄玉梓. 模拟氮沉降对杉木人工林碳库及其化学机理的影响 [D]. 福建: 福建农林大学, 2009. |
[30] | Pregitzer K S, Burton A J, Zak D R, Talhelm A F. Simulated chronic nitrogen deposition increases carbon storage in Northern Temperate forests. Global Change Biology, 2008, 14(1): 142-153. |
[31] | Cusack D F, Silver W L, Torn M S, Burton S D, Firestone M K. Changes in microbial community characteristics and soil organic matter with nitrogen additions in two tropical forests. Ecology, 2011, 92(3): 621-632. |
[32] | Carreiro M M, Sinsabaugh R L, Repert D A, Parkhurst D F. Microbial enzyme shifts explain litter decay responses to simulated nitrogen deposition. Ecology, 2000, 81(9): 2359-2365. |
[33] | 汪金松. 模拟氮沉降对暖温带油松林土壤碳循环过程的影响 [D]. 北京: 北京林业大学, 2013. |
[34] | 陈法霖, 江波, 张凯, 郑华, 肖燚, 欧阳志云, 屠乃美. 退化红壤丘陵区森林凋落物初始化学组成与分解速率的关系. 应用生态学报, 2011, 22(3): 565-570. |
[35] | Lü Y N, Wang C Y, Wang F Y, Zhao G Y, Pu G Z, Ma X, Tian, X J. Effects of nitrogen addition on litter decomposition, soil microbial biomass, and enzyme activities between leguminous and non-leguminous forests. Ecological Research, 2013, 28(5): 793-800. |
[36] | Deforest J L, Zak D R, Pregitzer K S, Burton A J. Atmospheric nitrate deposition and the microbial degradation of cellobiose and vanillin in a northern hardwood forest. Soil Biology and Biochemistry, 2004, 36(6): 965-971. |
[37] | Min K, Kang H, Lee D. Effects of ammonium and nitrate additions on carbon mineralization in wetland soils. Soil Biology and Biochemistry, 2011, 43(12): 2461-2469. |
[38] | Hofmockel K S, Zak D R, Blackwood C B. Does atmospheric NO3- deposition alter the abundance and activity of ligninolytic fungi in forest soils? Ecosystems, 2007, 10(8): 1278-1286. |
[39] | Blackwood C B, Waldrop M P, Zak D R, Sinsabaugh R L. Molecular analysis of fungal communities and laccase genes in decomposing litter reveals differences among forest types but no impact of nitrogen deposition. Environmental Microbiology, 2007, 9(5): 1306-1316. |
[40] | Hassett J E, Zak D R, Blackwood C B, Pregitzer K S. Are basidiomycete laccase gene abundance and composition related to reduced lignolytic activity under elevated atmospheric NO3-deposition in a northern hardwood forest? Microbial Ecology, 2009, 57(4): 728-739. |
[41] | Lauber C L, Sinsabaugh R L, Zak D R. Laccase gene composition and relative abundance in Oak forest soil is not affected by short-term nitrogen fertilization. Microbial Ecology, 2009, 57(1): 50-57. |
[42] | Compton J E, Watrud L S, Porteous L A, DeGrood S. Response of soil microbial biomass and community composition to chronic nitrogen additions at Harvard forest. Forest Ecology and Management, 2004, 196(1): 143-158. |
[43] | 宋学贵, 胡庭兴, 鲜骏仁, 肖春莲. 川南天然常绿阔叶林土壤酶活性特征及其对模拟N沉降的响应. 生态学报, 2009, 29(3): 1234-1240. |
[44] | 郭依秋, 范秀华, 汪金松, 金冠一. 太岳山油松林土壤微生物量对模拟氮沉降的响应. 应用与环境生物学报, 2013, 19(4): 605-610. |
[45] | Wang Q K, Wang S L, Liu Y. Responses to N and P fertilization in a young Eucalyptus dunnii plantation: Microbial properties, enzyme activities and dissolved organic matter. Applied Soil Ecology, 2008, 40(3): 484-490. |
[46] | Keeler B L, Hobbie S E, Kellogg L E. Effects of long-term nitrogen addition on microbial enzyme activity in eight forested and grassland sites: Implications for litter and soil organic matter decomposition. Ecosystems, 2009, 12(1): 1-15. |