生态学报  2014, Vol. 34 Issue (11): 2986-2995

文章信息

胡婵娟, 郭雷, 刘国华
HU Chanjuan, GUO Lei, LIU Guohua
黄土丘陵沟壑区不同植被恢复格局下土壤微生物群落结构
Soil microbial community structure under different vegetation restoration patterns in the loess hilly area
生态学报, 2014, 34(11): 2986-2995
Acta Ecologica Sinica, 2014, 34(11): 2986-2995
http://dx.doi.org/10.5846/stxb201306081455

文章历史

收稿日期:2013-06-08
网络出版日期: 2014-02-24
黄土丘陵沟壑区不同植被恢复格局下土壤微生物群落结构
胡婵娟1, 郭雷1, 刘国华2     
1. 河南省科学院地理研究所, 郑州 450052;
2. 中国科学院生态环境研究中心城市与区域生态国家重点实验室, 北京 100085
摘要:针对典型黄土丘陵沟壑区陕西延安羊圈沟小流域坡面上单一刺槐林、单一撂荒草地以及林草搭配的草地-林地-草地及林地-草地-林地4种不同植被格局,利用磷脂脂肪酸(phospholipid fatty acid,PLFA)谱图分析法对土壤微生物群落结构进行监测研究,旨在揭示坡面上不同的植被恢复格局对土壤微生物群落结构的影响。研究发现4种不同植被格局下,2种林草搭配的植被格局磷脂脂肪酸的结构比较相似,与单一植被格局相比,表层土壤中表征真菌的特征脂肪酸所占的比例有所提高。主成分分析显示4种植被格局0-10 cm土壤微生物群落结构存在差异,差异主要存在于2种林草搭配的植被格局与2种单一的植被格局之间,其中草地-林地-草地的植被格局与刺槐林和撂荒草地之间土壤微生物群落结构的差异均达到了显著水平。不同微生物菌群的量在4种植被格局土壤间显著性差异主要存在于表层土壤中的细菌菌群和革兰氏阳性菌,革兰氏阴性菌和真菌在4种植被格局土壤之间无显著差异。总之,4种不同植被恢复格局的土壤微生物群落结构存在差异且差异主要存在于表层土壤,坡面上人工林的种植及林草搭配的恢复模式较直接撂荒更有利于提高微生物菌群的生物量。
关键词微生物    群落结构    植被格局    磷脂脂肪酸    
Soil microbial community structure under different vegetation restoration patterns in the loess hilly area
HU Chanjuan1, GUO Lei1, LIU Guohua2     
1. Institute of Geographical Sciences, Henan Academy of Sciences, Zhengzhou 450052, China;
2. State Key Laboratory of Urban and Regional Ecology, Research Center for Eco-Environmental Sciences, Chinese Academy of Sciences, Beijing 100085, China
Abstract:Soil erosion is still severe in the Loess Plateau, and vegetation restoration practices are effective measures to fight it by reducing nutrient loss and improving soil quality. Soil microorganisms are important for soil ecosystem, which play crucial roles in biogeochemical cycling and ecosystem functioning. Soil biological and biochemical properties, such as microbial biomass, microbial community composition, and microbial functional diversity are frequently used for detecting accurate changes in soil properties. The major purpose of this study therefore, is to discover the effects of different vegetation restoration patterns on soil microbial community structures in the Loess Plateau. The study area was located in Yangjuangou catchment, a typical loess hilly area near Yan'an city of northern Shaanxi province, China. Four typical hillslopes, including F (artificial forest), G (grass), G-F-G (grass on the upper and lower slopes and artificial forest on the middle slope), and F-G-F (artificial forest on the upper and lower slopes and grass on the middle slope), were chosen. Several soil sampling sites, each covered by an area of 200m2, were conducted on the summit, shoulder, backslope, footslope and toeslope along each hillslope, respectively. Three experimental plots in each site were conducted with an area of 25 m2. Soil samples in the first two vertical layers (0-10 cm and 10-20 cm) were collected in August of 2007, for analyzing soil microbial community structure and soil physicochemical properties. Soil microbial community structure was analyzed by using phospholipid fatty acid (PLFA) analytical method and soil physicochemical properties were done by general soil and agricultural chemistry analytical methods. Results showed that significant difference of phospholipid fatty acid composition existed between different soil layers and soils with different vegetation restoration patterns, mainly in surface soil layer collected from G-F-G and F-G-F differing with that from F and G. The proportion of phospholipid fatty acid indicated fungi was higher in the surface soils under G-F-G and F-G-F, compared to F and G. Principal components analysis (PCA) showed that in the 0-10 cm soil layer, the phospholipid fatty acid structure of G-F-G was different with that of F and G, while the phospholipid fatty acid structure of F-G-F was different with F significantly. The biomass of soil bacteria, fungi, Gram-negative bacteria and Gram-positive bacteria under F-G-F pattern were all captured the highest values. There was significant difference of soil bacteria biomass and Gram-positive bacteria biomass in the surface soil layers among the four mentioned vegetation restoration patterns. The biomass of soil bacteria and fungi, however, had non-significant difference among 10-20 cm soil layers with different vegetation restoration patterns. Redundancy analysis (RDA) showed that soil organic carbon and total nitrogen had more important relationship with soil microbial community. However, the effects of some physicochemical properties such like pH and bulk density on soil microbial community needed more study. In conclusion, microbial community structure was dissimilar in soils and significant difference mainly appeared in surface soil layers under four vegetation restoration patterns. The roles of artificial forestation and forest-grass collocation on the slope in improving soil microbial biomass were believed much better than abandoned farmland.
Key words: microorganism    community structure    vegetation pattern    phospholipid fatty acid    

土壤微生物作为土壤生态系统重要的组成部分,在土壤生态系统的能量流动和养分转化中起着重要的作用[1]。土壤微生物群落组成是土壤过程的重要限制因子[2, 3],微生物群落的组成和活性很大程度上决定生物地球化学循环、土壤有机物的代谢过程以及土壤的肥力和质量[4]。另外,由于土壤微生物对外界条件诸如土地利用变化、管理措施、耕作等的变化反应较其他土壤理化指标更为敏感,与土壤生态系统的稳定和健康息息相关,土壤微生物生物量、群落组成及多样性常常被用来作为土壤质量变化的表征指标[5, 6, 7, 8]

磷脂脂肪酸(phospholipid fatty acid,PLFA)谱图分析法作为非培养的生物化学分析方法,在微生物生态学的研究中得到了越来越多的应用,已经被用于研究土壤受到诸如耕作措施、污染、熏蒸的干扰后微生物群落结构发生的改变[9, 10, 11]、土壤质量的改变[12, 13]以及不同植被影响下微生物群落结构的改变[14]。环境样品中的PLFA谱图可以代表整个活的微生物群落[15],PLFA具有结构多样性和生物特异性,土壤中PLFA的存在及其丰度可揭示特定生物或生物种群的存在及其丰度,通过对PLFA的定量测定可完成对微生物活细胞生物量的了解,并可通过PLFA种类的分析了解土壤微生物群落结构。

黄土丘陵沟壑区地形支离破碎,是全国乃至全世界水土流失最为严重的地区[16]。近年来,随着退耕还林还草政策的推广以及水土保持措施的大力实施,该区域植被恢复工作取得了很大成效,水土流失现状得到了有效遏制。植被的恢复减少了径流、泥沙和养分的流失,加之植被恢复过程中不断的向土壤输入有机物质,良好地改善了土壤质量。同时,植被的恢复对土壤微生物也产生了很大影响[17],但是,不同土地利用方式、不同恢复植被对土壤微生物的影响存在差异。研究表明,在不同施肥措施的农田系统,自然的森林和草地生态系统中微生物的群落组成均存在较大差异[18, 19, 20],对不同种类植被下微生物区系的研究也表明植被不同,土壤微生物的活性和数量都存在显著差异[21]。本文以黄土丘陵沟壑区为研究区域,利用磷脂脂肪酸谱图分析法研究不同植被格局下土壤微生物群落结构的变化规律,能够更好的了解干旱及侵蚀环境下,植被及环境因子对微生物的影响,同时也能够为黄土丘陵沟壑地区植被恢复的评价提供良好的科学基础。

1 试验材料与方法 1.1 研究区域概况

研究区位于陕西省延安市羊圈沟小流域(36°41′—36°42′ N,109°30′—109°31′ E),流域面积2.02 km2,该区地形破碎,沟壑纵横,属于黄土高原丘陵沟壑地貌,暖温带半干旱季风气候,海拔1025—1250 m,年平均降雨量550 mm,降雨量年内和年际间变化很大,70%的降雨集中在每年的7月至9月。该区域土壤类型主要为黄绵土,抗蚀性差,水土流失严重[22]

在羊圈沟小流域内选择4个典型坡面:单一刺槐林坡面、单一撂荒草地坡面、在上坡、中坡和下坡分别分布为草地、林地和草地的草地-林地-草地搭配坡面及分布为林地、草地和林地的林地-草地-林地搭配的坡面。坡面上林地均为恢复年限为25a的刺槐林,草地为同期退耕后形成的撂荒地。每个坡面由上而下将坡面划分为坡顶、坡肩、坡背、坡脚和坡趾等5个典型地形部位。自坡顶到坡趾设置5到6个样地,每个样地约200 m2,每个样地内设置3个样方,面积为25 m2,具体样地信息见表 1

表1 4种不同植被格局下的样地特征 Table 1 The characteristics of four sampling sites with different vegetation patterns
 海拔 /m
Altitude
坡度/(°)
Slope degree
坡向/(°)
Slope aspect
经纬度
Longitude and latitude
刺槐林Robinia pseudoacacia forest1155—12359—31东偏南40109°31′E36°42′N
撂荒草地Grass1205—12508—22西偏北37109°30′E 36°42′N
草地-林地-草地Grass-Forest-Grass1148—122910—30东偏南27109°30′E 36°42′N
林地-草地-林地Forest-Grass-Forest1138—121713—29西偏南42109°31′E36°42′N
1.2 土壤样品的采集及分析

于2007年8月,用直径为5 cm土钻在每个样方中采集 5—7钻表层(0—10 cm)和10—20 cm土样,分别混合为1个土壤样品,一部分土样风干过2 mm筛用于pH值和电导率的测定,过100目筛用于有机碳和全氮的测定。另一部分过2 mm筛冷冻干燥后放入-20 ℃冰箱保存用于土壤微生物群落结构的测定。具体测定方法:容重采用环刀法,pH值用酸度计(土∶水=1∶2.5),电导率用电导率仪(土∶水=1∶2.5),土壤有机碳用重铬酸钾氧化外加热法,全氮用半微量凯式法[23]。4种植被格局下土壤理化性质见胡婵娟等[24]

PLFA分析方法参考Frostegrd 等的方法[11]。试验开始前所有的器皿均用正己烷润洗3次。

(1)提取 称取4.00 g土样(冷冻干燥且过100目筛)装入30 mL的玻璃离心管中,在通风橱内依次加入3.6 mL磷酸缓冲液,4 mL氯仿,8 mL甲醇;振荡1 h,然后置于离心机中用2500 r/min离心10 min。取上清液转移至30 mL的分液漏斗中,再加3.6 mL磷酸缓冲液,4 mL氯仿到分液漏斗中,摇匀过夜分离。第2天转移分液漏斗中的氯仿相至新试管中,N2气吹干氯仿(温度不超过30 ℃)。

(2)分离 过硅胶柱(100—200目,120 ℃活化1 h)。过柱前先用5 mL氯仿润湿柱子,然后用15 mL氯仿分3次洗涤转移吹干的样品至柱子内,氯仿滴干后再加入20 mL丙酮,完全滴干后用甲醇将柱子底部洗干净,再加10 mL甲醇过柱,收集甲醇相,N2气吹干。

(3)甲酯化 用1 mL液态物质(1∶1)溶解吹干的脂类物质,加入1 mL 0.2 mol/L KOH(用甲醇做溶剂),35 ℃培养15 min。冷却至室温后,依次加入2 mL氯仿∶正己烷(1∶4)的混合液,1 mL 1 mol/L的醋酸用以中和样品,加2 mL超纯水,混均匀2000 r/min离心5 min。取上层正己烷溶液,再加2 mL氯仿∶正己烷(1∶4)于试管中,2000 r/min离心5 min,移取上层正己烷,合并2次的正己烷溶液,N2气吹干,提取样品在-20 ℃暗处保存,准备上机检测。上机时样品用200 mL正己烷溶解,以19∶0甲酯作为内标物,在气相色谱仪(Hew Iett-Packard 6890 series GC,FID)上采用MIDI软件系统(MIDI,Inc,Newark,DE)进行分析,测定磷脂脂肪酸各组分的含量。

PLFA的总量和单个PLFA的量可以用内标19∶0来进行计算。真菌的量用18∶2ω6c来表征;细菌的量用下列脂肪酸总和来表征:i14∶0,i15∶0,a15∶0,15∶0,i16∶0,16∶1ω9,16∶1ω7t,i17∶0,a17∶0,17∶0,cy17∶0,18∶1ω7,cy19∶0;革兰氏阴性菌的量用16∶1ω7t、16∶1ω7c、cy17∶0、18∶1ω7和cy19∶0表征;革兰氏阳性菌的量用i15∶0、a15∶0、i16∶0、i16∶1、i17∶0、a17∶0表征[25]

1.3 数据分析方法

采用Excel 2003、SPSS软件及CANOCO软件进行数据处理和统计分析,采用单因素方差分析(one-way ANOVA)和最小显著差异法(Least significant differences,LSD)比较不同数据组间的差异,用主成分分析法(Principal component analysis,PCA)来分析磷脂脂肪酸的原始数据。微生物菌群与土壤理化性质之间的关系用冗余分析方法(Redundancy analysis,RDA)进行分析。

2 结果与分析 2.1 不同植被格局下土壤微生物群落结构的组成

在4种不同植被格局下的表层土壤和10—20 cm土壤中分别检测到66种和68种磷脂脂肪酸,包括直链饱和脂肪酸、支链饱和脂肪酸、环丙基脂肪酸、单不饱和脂肪酸以及双不饱和脂肪酸。土壤中磷脂脂肪酸主要以细菌的脂肪酸为主。对表层土壤及10—20 cm土壤中含量较高的42和46种磷脂脂肪酸占总脂肪酸的百分比进行分析后得到了磷脂脂肪酸在土壤剖面上的分布结构图,如图 1图 2所示。由图 1可见,表层土壤中,4种不同的植被格局下土壤微生物的磷脂脂肪酸均以16∶0含量最高,且2种单一植被格局磷脂脂肪酸的结构较为相似,16∶0、16∶1ω7c和cy17∶0 3种脂肪酸单体的总含量占总磷脂脂肪酸含量的20%以上,2种林草搭配的植被格局磷脂脂肪酸的结构组成比较相似,其中,16∶0、16∶1ω7c、17∶1ω8c和18∶1ω9c 4种磷脂脂肪酸单体的含量较高,占总磷脂脂肪酸的30%以上,与单一的植被格局相比,表征真菌的18∶2ω6c所占的比例有所增加。如图 2所示,对于10—20 cm的土壤,4种植被格局下土壤微生物的磷脂脂肪酸结构较为相似,均以11∶0 2OH、a15∶0、16∶0、16∶1ω7c和cy17∶0等脂肪酸的含量较高,占总磷脂脂肪酸含量的30%左右。对4种不同植被格局下表征细菌及真菌的特征脂肪酸分别进行方差分析发现,15∶0、a15∶0、i15∶0、i16∶0、a17∶0、i17∶0等几种特征脂肪酸在4种植被格局土壤中存在显著差异,但主要存在于表层土壤,10—20 cm土壤4种植被格局下特征脂肪酸之间未见显著差异。

图 1 0—10 cm土壤不同种类磷脂脂肪酸在不同植被格局下的分布 Fig. 1 Distribution of different phospholipid fatty acids (PLFA) in 0—10 cm soils under different vegetation patterns
图 2 10—20 cm土壤不同种类磷脂脂肪酸在不同植被格局下的分布 Fig. 2 Distribution of different PLFA in 10—20 cm soils under different vegetation patterns

将4种植被格局下表层土壤和10—20 cm土壤中磷脂脂肪酸单体所占总磷脂脂肪酸的百分比进行主成分分析,对于0—10 cm表层土壤,提取出来的2大主成分能够解释变异量的37.98%,如图 3所示,4种不同的植被格局在主成分1方向上的得分系数差异显著(F=5.703,P=0.006),差异主要存在于2种林草搭配的植被格局与2种单一的植被格局之间,其中草地-林地-草地的植被格局与刺槐林和撂荒草地之间微生物群落结构的差异均达到了显著水平,而林地-草地-林地的微生物群落结构只与刺槐林地之间存在显著性差异。对于10—20 cm土壤,提取出来的2大主成分分别解释变异量的36.24%和10.33%,但如图 3所示,代表4种植被格局的点分布较为集中,在主成分1和主成分2上得分系数间均未见显著性差异。

图 3 不同植被格局下微生物磷脂脂肪酸主成分分析图 Fig. 3 Plot of Principal component 1 (PC1) versus Principal component 2 (PC2) scores from principal components analysis of PLFA data distinguished among sampling soils with different vegetation patterns
2.2 不同植被格局下土壤细菌、真菌、革兰氏阴性菌和革兰氏阳性菌的量

图 4所示,除刺槐林和撂荒草地真菌的含量10—20 cm高于0—10 cm土壤外,细菌、革兰氏阴性菌和阳性菌表层土壤的含量均高于10—20 cm土壤。方差分析显示,4种不同植被格局下各微生物菌群之间的差异主要存在于表层土壤中,10—20 cm土壤各指标不同植被格局间均未见显著性差异。对于表层土壤,林地-草地-林地植被搭配格局下土壤细菌的含量显著高于撂荒草地。真菌含量的大小顺序为林地-草地-林地>草地-林地-草地>撂荒草地>刺槐林地,但由于各样地之间真菌含量的变异较大,4种植被格局样地间未见显著差异。革兰氏阴性菌和阳性菌分别在51.36—59.92 nmol/g和57.94—77.89 nmol/g之间变化,其中革兰氏阴性菌的含量与细菌总量在不同植被格局下的变化趋势相似,刺槐林和林地-草地-林地高于撂荒草地和草地-林地-草地,但4种不同植被格局样地间差异未达到显著水平。革兰氏阳性菌与阴性菌不同,表现为2种林草搭配的植被格局样地高于2种单一的植被格局且林地-草地-林地显著高于撂荒草地。细菌/真菌和革兰氏阳性菌/革兰氏阴性菌(Gram-positive bacteria/Gram-negative bacteria,G+/G-)也是2个表征土壤微生物群落结构的重要指标,如图 4所示,土壤细菌与真菌的比在刺槐林、撂荒草地、草地-林地-草地和林地-草地-林地4种植被格局下呈递减趋势,其中刺槐林和林地-草地-林地之间的差异达到了显著水平,而G+/G-表现为草地-林地-草地显著高于刺槐林地和撂荒草地。对于10—20 cm土壤,微生物群落在土壤中的分布较为相似,各菌群的含量之间均未见显著性差异。

图 4 不同植被格局下细菌、真菌、革兰氏阴性菌、革兰氏阳性菌的含量及细菌/真菌和革兰氏阳性菌/革兰氏阴性菌 图中大写字母不同代表4种不同植被格局0—10 cm土壤之间差异显著,小写字母不同代表4种不同植被格局10—20 cm土壤之间差异显著,P<0.05 Fig. 4 The amounts of PLFA for bacteria,fungi,Gram-negative bacteria (G-) and Gram-positive bacteria (G+),and the value of bacteria/fungi and G+/G- in soils under different vegetation patterns
2.3 土壤微生物群落同土壤理化性质的关系

为了探讨不同的微生物菌群之间,微生物菌群与土壤理化性质之间的关系,运用CANOCO软件对土壤细菌、真菌、革兰氏阴性菌、革兰氏阳性菌及细菌/真菌(Bacteria/Fungi,B/F)和G+/G-与土壤有机碳(SOC)、总氮(TN)、容重(BD)、电导率(EC)、pH值和土壤含水量(SM)进行RDA分析。0—10 cm和10—20 cm土壤的分析结果如图 5所示。图中2条射线之间的夹角代表相关性大小,夹角越小,代表相关性越大,呈直角的时候二者无相关关系。箭头方向一致代表呈正相关关系,否之则呈负相关关系。由图 5所示,对于0—10 cm土壤,细菌和革兰氏阴性菌之间关系最为密切,而土壤理化性质中,土壤有机碳和总氮对土壤微生物群落的影响最大,且与细菌、革兰氏阴性菌和革兰氏阳性菌之间是正相关关系。土壤中真菌含量主要受土壤容重的影响,二者呈正相关关系。对于10—20 cm土壤,真菌和革兰氏阳性菌变化趋势一致,细菌和革兰氏阴性菌变化一致,有机碳、总氮与革兰氏阳性菌、真菌及细菌之间均呈现较为明显的正相关关系,pH值与G+/G-之间存在显著的负相关关系。

图 5 细菌、真菌、革兰氏阴性菌、革兰氏阳性菌与土壤理化性质之间的关系 Fig. 5 Relationships among bacteria,fungi,G-,G+ and soil properties using redundancy analysis
3 讨论 3.1 不同植被格局下土壤微生物群落结构的组成

磷脂脂肪酸的分析方法是基于非培养方式的测定方法,通过测定土壤微生物细胞膜上磷脂脂肪酸的种类和含量,来表征微生物的多样性和分析微生物的群落组成和结构。磷脂脂肪酸的分析能够更深入的了解细菌群落结构,许多研究者已经根据磷脂脂肪酸的结构确定了不同菌群所包含的化学型[26, 27]。本研究表层土壤和10—20 cm土壤中分别检测倒66种和68种磷脂脂肪酸单体,主要以细菌的磷脂脂肪酸种类为主,其中表征假单胞菌的特征脂肪酸16∶0的含量在不同土层和不同植被格局的样地土壤间均占最高比例,这与以往的研究结果相似[28]。4种植被格局之间微生物群落结构的差异主要存在于表层土壤且主要存在于2种林草搭配的植被格局与2种单一的植被格局之间。植物的生长对土壤微生物的群落结构有着直接和间接的影响,一方面可以直接通过根系分泌物和凋落物的输入,为微生物的生长提供必要的碳源,另一方面可以通过改变土壤结构和营养状况从而间接的改变微生物的生存环境。以往的研究表明,不同的植物根系和凋落物对微生物的群落组成产生的影响存在差异[29, 30]。本文研究区域黄土丘陵沟壑区水土流失严重,坡面上不同的植被一方面通过自身的生长影响地下土壤生态系统,另一方面通过减缓水土流失过程对土壤质量产生影响。坡面上不同的植被恢复格局不但植被生长类型存在差异,同时对土壤水土流失过程的影响也存在差异,因此坡面上不同的植被格局对土壤微生物的影响是多方面的。之前该区域已有的研究结果表明坡面上不同的植被格局对土壤的侵蚀、土壤微生物生物量及功能多样性的影响差异显著[31],本研究表明,土壤微生物群落组成在不同的植被恢复格局下同样存在显著差异。

3.2 不同植被格局下土壤微生物菌群的分布

对不同植被格局下细菌、真菌和革兰氏阴性菌和阳性菌磷脂脂肪酸的含量及细菌/真菌和G+/G-进行分析后发现,林草搭配的两种植被格局与单一的植被格局相比有效的增加了细菌和真菌的含量,且真菌增加的比例较高,显著性差异主要存在于林地-草地-林地和撂荒草地之间,总体来讲,种植人工林及林草搭配的植被格局比单一的撂荒能够更有效的提高微生物各菌群的含量。Patra等[14]的研究表明不同的植被种类对微生物磷脂脂肪酸的含量存在不同的影响,4种不同植被格局的土壤微生物磷脂脂肪酸含量的差异与林地和草地之间的差别存在一定的联系,刺槐林的种植与撂荒草地相比某种程度上为微生物的生长提供了更有利的条件。微生物各菌群的含量与土壤理化性质之间的RDA分析显示土壤有机碳、总氮与细菌群落呈正相关关系,这与以往研究结果相一致[32, 33]。Aciego Pielri 等[34]的研究指出,高pH的土壤中革兰氏阴性菌的丰富度高于革兰氏阳性菌,本研究中10—20 cm土壤层中的分析也发现G+/G-与pH值之间呈负相关关系,但表层土壤当中G+/G-与pH值之间成正相关关系。对于土壤容重对微生物菌群的影响,表层土壤和10—20 cm土壤层中真菌、革兰氏阴性菌与土壤容重的关系呈现了相反的规律。10—20 cm土壤层相对与表层土壤来讲,受扰动相对比较小,而表层土壤受植被的生长、水土流失的影响及人为因素的影响较大,微生物生长的环境影响因素相对较多。对于不同土层微生物菌群与土壤容重、pH值等土壤理化性质之间的关系还需要进一步的探讨和研究。

4 结论

通过对4种不同植被格局下0—10 cm和10—20 cm土壤微生物磷脂脂肪酸的测定,分析了不同植被格局下微生物群落结构的组成,得到了如下结论:

(1)不同植被格局下的不同土层间磷脂脂肪酸的结构和组成存在差异,10—20 cm与表层土壤中所包含的磷脂脂肪酸种类的数量相似,但不同的磷脂脂肪酸单体所占的比例存在差异。不同植被格局下磷脂脂肪酸结构和组成在10—20 cm土壤层较为相似,在表层土壤差异显著且差异主要存在于2种林草搭配的植被格局与2种单一植被格局的土壤之间,林草搭配的植被格局土壤表征真菌的特征脂肪酸较单一的植被格局在微生物群落结构中的比例有所提高。

(2)不同植被格局下的土壤细菌、真菌、革兰氏阴性菌和阳性菌的磷脂脂肪酸含量之间存在一定差异,林地-草地-林地土壤细菌和真菌的含量均高于其他3种植被格局的土壤。细菌在表层土壤中的含量高于10—20 cm土壤且表层土壤差异显著,土壤真菌含量在4种植被格局间差异不显著,种植人工林及林草搭配的植被格局与撂荒草地相比一定程度上可以有效的提高土壤微生物菌群的含量。

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